Geburtshelferkröte (Alytes obstetricans )
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.
- Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren in ihren Tagesverstecken unter Totholz, Brettern oder Steinen.
- Reusenfang, Keschern oder Sichtbeobachtung zur Erfassung von Larven: Keschern nach Larven; bei übersichtlichen Gewässern ist auch die Sichtbeobachtung tags und nachts mit Taschenlampe ausreichend für Aussagen zu Reproduktionserfolg. 2 Reusen-Erfassungen mit Angabe diesjähriger und vorjähriger Larven, wenn vergleichende Aussagen zu Aktivitätsdichten und Populationsentwicklung erforderlich sind. Einsatz von Kastenreusen (je 5 m Uferlinie 1 Reuse, bei Uferlinie >50 m alle 10 m eine Kastenfalle) oder Kombination Flaschen-/Eimerreusen (je 5 m Uferlänge eine Dreiergruppe Flaschenreusen und eine Eimerreuse). Zum Bau, zum Einsatz und zur Handhabung der Reusenfallen vgl. Schlüpmann 2009, 2014, Kronshage et al. 2014).
- (Berücksichtigung von Fängen an Fangzäunen, wenn diese für andere Arten aufgestellt werden.)
- Sichtbeobachtung / Verhören (Adulti): 5 Untersuchungstermine im Zeitraum Ende April bis Ende Juli (witterungsbedingte Änderungen möglich). Sichtbeobachtung (Adulti, ggf. Eigelege tragende Männchen, ggf. Jungtiere, Beeinträchtigungen) im Bereich der Laichgewässer tagsüber erfassen; abends am selben Tag nach Sonnenuntergang Verhören rufender Individuen. Bei Begehung Nr. 5 ist das Verhören nachrangig.
- Larven: Erfassung diesjähriger und letztjähriger Larven durch 2 Durchgänge Reusen-Erfassungen oder alternativ durch 2 Durchgänge Keschern oder Sichtbeobachtung in der Zeit von Juli-Anfang August.
- Verhören nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab). Registrierung von Rufaktivitäten besonders vor und nach Gewittern und Regenperioden.
- Sichtbeobachtung: nach Larven tagsüber und nachts mit Taschenlampe. Ergänzende Nachsuche adulter Tiere unter Tagesverstecken ganztägig möglich.
- Reusenerfassung: Ausbringen der Reusen tagsüber, Fangzeit über Nacht, Kontrolle am nächsten Tag; Reusen in der Zeit von 14:00 Uhr - 18:00 Uhr aufstellen und am Folgetag zwischen 6:00 Uhr und spätestens 14:00 Uhr wieder einholen. Hinweis: bei hohen Temperaturen sollte unbedingt versucht werden, die Fallen erst gegen Abend auszubringen und am nächsten Morgen bis 10:00 Uhr eingeholt zu haben um Individuenverluste zu vermeiden.
- Begehungen nach Regen an warmen Tagen. Keine Erfassung in Frostnächten. Keine Erfassung in den sehr trockenen Wochen der Sommermonate.
- Abschätzung der Populationsgröße durch Verhören und Sichtbeobachtung der Tiere. Reproduktionserfolg wird durch Ergebnisse der Reusenfänge bzw. Keschern/Suche von Larven belegt.
- Veränderungen Aktivitätsdichten und Populationsentwicklung durch Vergleich der Fangergebnisse mehrerer Jahre.
- Die Geburtshelferkröte lebt in Kolonien in unmittelbarem Umfeld der Laichgewässer. Bei einzelnen Laichgewässern ist der Jahreslebensraum im Radius von max. 150 m anzunehmen. Bei Habitat- und Laichgewässerkomplexen z. B. in Abgrabungen ist ggf. der gesamte Abgrabungsbereich einzubeziehen.
- Berücksichtigung der bei der Nachtbegehung (Verhören) durch Sichtbeobachtung ermittelten adulten Tiere und Larven.
- Der Einsatz von akustischen Klangattrappen hat sich nicht bewährt. Auf den Einsatz von Klangattrappen kann verzichtet werden.
- Larven der Geburtshelferkröte lassen sich sehr gut mit Molchreusen (Trichterfallen) nachweisen. Eine kombinierte Bestandserfassung mit dem Kammmolch oder Urodelen allgemein ist sehr gut möglich.
- Die Reusen sind fachgerecht anzuwenden, um Tierverluste zu vermeiden.
- Rufaktivitäten der Geburtshelferkröte lassen ab Juni stark nach und können ab diesem Monat nicht mehr systematisch erfasst werden.
- Durch eine teilweise zweijährige Entwicklung der Larven bis zum metamorphosierten Tier können überwinternde und daher sehr große Larven der Geburtshelferkröte schon sehr zeitig im Jahr nachgewiesen werden.
- Ermittlung der Quartierfunktion durch Nachsuche im terrestrischen Lebensraum (Nachsuche unter Steinen, unter Totholz), z. B. in Gesteinsabgrabungen oder im Umfeld des Laichgewässers innerhalb von Waldstandorten, an (steinigen) Böschungen oder Trockenmauern und auf Halden. Dabei sehr vorsichtiges Vorgehen, um nicht die Tagesverstecke z. B. durch Tritt zu gefährden.
- Zur Bestandermittlung sind mehrere Kontrollgänge notwendig. In der relativ langen Fortpflanzungsperiode ist immer nur ein Bruchteil der Männchen am Fortpflanzungsgeschehen beteiligt und ruft.
- Die Anzahl der Rufer auf engem Raum in größeren Kolonien ist oft nur abschätzbar; genaue Zahlen sind kaum zu ermitteln, aber die Größenordnung der Kolonie ist abschätzbar. Bei dieser Art rufen Männchen und Weibchen, aber oftmals nur ein kleiner Teil der Tiere einer Kolonie.
- Eine genaue Abschätzung der Reproduktion der Population ist in übersichtlichen Habitaten durch das Auszählen der abgestreiften Laichpakete möglich.
- Bei speziellen Fragestellungen zur Anwanderrichtung aus den Winterlebensräumen kann ein Zaun mit Fangeimern am Laichgewässer oder die Auslage von künstlichen Verstecken (Bretter, größere Steinplatten) im nahen Umfeld des Laichgewässers Nachweise bringen.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Stand April 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
Literatur
- Hessisches Ministerium für Umwelt, ländlicher Raum und Verbraucherschutz – Abteilung Forsten und Naturschutz (HMULV 2006, Hrsg): Natura 2000. Die Situation der Amphibien der Anhänge II und IV der FFH-Richtlinie in Hessen, zusammengestellt von C. Geske, 158 S., Wiesbaden.
- Kronshage, A., Kordges, T., Herhaus, F. u. Feldmann, R. (2011): 3.6 Geburtshelferkröte – Alytes obstetricans. - In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien in Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens, Band 1: 461-506.
- Kronshage, A., Schlüpmann, M., Beckmann, C., Weddeling, K., Geiger, A., Haacks, M. u. Böll, S. (2014): Empfehlungen zum Einsatz von Wasserfallen bei Amphibienerfassungen. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 293 – 358.
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Stand Februar 2014.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Schlüpmann, M. (2009): Ökologie und Situation der Geburtshelferkröte (Alytes obstetricans) im Raum Hagen (NRW). – Zeitschrift für Feldherpetologie 16: 45-84.
- Schlüpmann, M. (2014): Untersuchungen und Monitoring von Amphibien mit Wasserfallen aus einfachen Mitteln. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 117 – 160.
- Universität Trier u. LANUV NRW (2021): Hygieneprotokoll und Praxistipps zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen - Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern zwischen Amphibienpopulationen (Stand April 2021). - https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.
- Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren, Jungtieren, Larven und Laich im Bereich der Laich- und Aufenthaltsgewässer und in ihren Tagesverstecken (unter Totholz, Brettern, Steinen etc.) im weiteren terrestrischen Umfeld. Vier Begehungen tagsüber; Eine Unterscheidung von Laichplätzen und Aufenthaltsgewässern ist zwingend erforderlich. Das ist bei mehrmaliger Begehung und auch anhand der Gewässerstrukturen möglich. Die individuelle Unterscheidung der Tiere ist durch Fotografie der Bauchseite bei Tieren ab 30 mm möglich: Dabei Glas-Petrischälchen mit Schaumstoff zur Fixierung des Tieres verwenden.
- Keschern: zusätzlich zum Verhören bei den Begehungen ab Juni zur Erfassung von späten Larven/ bzw. Jungtieren.
- Fangzaun: Zur Ermittlung von Winterhabitaten in größerer Entfernung zu Laichgewässern ist die Erfassung mit Folien-Fangzaun im Rahmen der Erfassung anderer Amphibienarten mit größeren Wanderdistanzen möglich. Der Zaun ist zur Anwanderrichtung hin konkav gewölbt mit einer Höhe von 50 cm oder mehr, alle 10 m befindet sich ein ebenerdig und bündig an den Zaun eingegrabener Fangeimer. Die Kontrolle der Fangeimer erfolgt während der rd. 6 wöchigen Fangperiode täglich morgens ab Beginn der Dämmerung. Bestimmung der gefangenen Tiere nach Art, Geschlecht.
- Sichtbeobachtung / Verhören: 4 Untersuchungstermine im Zeitraum April bis August, witterungsbedingte Änderungen möglich), davon zwei am gleichen Tag wie das Verhören.
- Termin 1: Verhören (Anzahl Rufer), Sichtbeobachtung (Adulti), Habitatqualität, Beeinträchtigungen.
- Termin 2: Verhören (Anzahl Rufer), Sichtbeobachtung (Adulti, Laich/Larven), Habitatqualität, Beeinträchtigungen.
- Termin 3-4: Sichtbeobachtung, Keschern (Adulti, späte Larven/ggf. Jungtiere, Habitatqualität, Beeinträchtigungen, Verhören nachrangig).
- Fangzaun: Nur im Zusammenhang mit Erhebung von Winterquartieren von anderen Arten – März bis April.
- Sichtbeobachtungen ganztägig möglich.
- Verhören: bevorzugt ab Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab).
- Begehungen an warmen, sonnigen Tagen von nachmittags bis 24 Uhr.
- Verhören: Vor und nach Gewittern und Regenperioden. In schwülwarmen Gewitternächten sind die Tiere sehr rufaktiv und dann auch bei geringer Dichte sehr gut zu finden.
- Berücksichtigung der bei der Nachtbegehung (Verhören) durch Sichtbeobachtung ermittelten adulten Tiere und Larven.
- Abschätzung der Populationsgröße durch Verhören und Zählen rufender Tiere sowie durch Kescherfang von Larven und Jungtieren in den Laichgewässern.
- Die individuelle Unterscheidung der Tiere ermöglicht eine bessere Abschätzung der Populationsgröße.
- Fangzäune im Zusammenhang mit Erhebung zu anderen Amphibien: Auswertung je Eimer über den Fangzeitraum, gegebenenfalls Bildung von Zaunabschnitten.
- Bei Einsatz von Fangzäunen ist die Identifikation von Winterhabitaten in größerer Entfernung zu Laichgewässern möglich.
- Der Einsatz von akustischen Klangattrappen hat sich in der Praxis nicht bewährt.
- Das Auslegen von Brettern im Nahbereich der Gewässer zur Bestandserfassung hat sich bewährt.
- Die Fotos der Bauchseiten sind zwingend beim LANUV zu hinterlegen und zu archivieren, damit bei späteren Untersuchungen darauf zurückgegriffen werden kann.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als Hygieneprotokoll veröffentlicht wurden (Stand April 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
1.2. Umwelt-DNA-Nachweis (Präsenznachweis im Rahmen des Monitorings)
- Erfassung an artspezifisch geeigneten Gewässern durch Umwelt-DNA-Analyse (eDNA). Diese Methode ist v.a. dann eine sinnvolle Ergänzung zu den o.g. Methoden, rein für Monitoringzwecke anwendbar, wenn ein Vorkommen möglich, bislang aber nicht nachgewiesen ist und wenn zur Beantwortung der Fragestellung bei denen der reine Artnachweis (Präsenz) im Gewässer zur Beantwortung der Fragestellung ausreichend ist (vgl. Schmidt u. Grünig 2017). Bei Fragestellungen die sich auf semiquantitative Angaben beziehen (Nachweis erfolgreicher Reproduktionnachweis, Schätzung der Besiedlungsdichte / Populationsgröße), sind i.d.R. die Standarderfassungsmethoden unter 1.1.1 anzuwenden.
- Folgende Angaben stellen eine Zusammenfassung der wichtigsten Eckpunkte für die Beprobung dar. Eine konkrete, ins Detail gehende Beschreibung der Vorgehensweise bei der Gewässerbeprobung, der benötigten Utensilien (Materialliste), der Vorgehensweise bei Lagerung und Versand der Proben sowie Angaben zu Desinfektion und Reinigung kann u.a. Arnal (2019) entnommen werden).
- Wasserprobennahme in 1m Abstand zum Ufer in ca. 10 cm in vorbereitete Sampling Submission Forms (SSF).
- Position der Probenahme(n) in geeigneten Mikrohabitaten entsprechend den Habitatansprüchen und der vermuteten Hauptaufenthaltsbereiche der Art innerhalb der Gewässer (tiefere Stellen mit Anteilen submerser Vegetation) nach fachgutachterlicher Festlegung im Einzelfall.
- Eine Mischprobe / Gewässer, Anzahl der (Teil-)Proben abhängig von Gewässergröße
- 50 m2 = 3-5 Probenahmestellen
- 50 – 500 m2 = 6-10 Probenahmestellen
- 500 m2 = 11-20 Probenahmestellen
- Durchführung: Gewässerprobe (50 ml Teichwasser) in PET-Flasche umfüllen. PET-Flasche mit den gesammelten Gewässerproben verschliessen und kräftig schütteln. Tubes mit vorabgefülltem Puffer und QR-Code mit jeweils 15 ml der gemischten Wasserprobe füllen (= Laborprobe). Probenahmestellen auf Karte einzeichnen und GPS Punkt aufnehmen.
- Desinfektion und Reinigung der Probenahmewerkzeuge entsprechend Arnal (2019) nach jeder (Teil-)Probenahme zur Vermeidung von DNA-Kontaminationen bzw. Verschleppung und zur Vermeidung von Krankheitsübertragung analog zum Hygieneprotokoll (LANUV 2021).
- Erhebungszeitpunkt während Hauptaufenthaltszeit der Gellbauchunke im Gewässer entsprechend Anhang 5. Ende April bis August; vorzugsweise Mitte Mai. Gutachterlich entsprechend lokalen Gegebenheiten / Erfahrungswerten bezüglich der Aufenthaltszeit der Art im Gewässer zu bestimmen / anzupassen.
- Witterung und Tageszeit spielen bei der Probenahme keine Rolle.
- Unterschieden werden bei der Analyse der Daten, abhängig von der Menge an erfasster Art-DNA (Anzahl "reads"): 0 = kein Nachweis, 1 = unsicherer Nachweis und 2 = sicherer Nachweis.
- Die Nachweiswahrscheinlichkeit (vgl. Schmidt u. Grünig 2017) ist u.a. abhängig von der Anzahl der Individuen im Gewässer, der Verteilung der Individuen im Gewässer sowie der eDNA Ausscheiderate der Art
- Qualitative Nachweismethode (reiner Artnachweis); bei hoher DNA-Konzentration ist entweder die Dichte der Tiere hoch oder aber die Probe wurde in unmittelbarer Nähe eines Tieres entnommen.
- Ist die Beprobung auf die Erfassung des gesamten oder eines Teils des Artenspektrums eines Gewässers ausgelegt (bzw. auf mehrere Arten mit jahreszeitlich unterschiedlicher Präsenz im Gewässer), sind mindestens 2 Beprobungsdurchgänge zu empfehlen, z.B. 1. Aprilhälfte für Frühlaicher und Mitte Mai für Spätlaicher (regionale Abweichungen sind zu beachten). Die eDNA-Mengen im Wasser sinken schnell, wenn eine Art das Gewässer verlässt. eDNA bleibt im Wasser etwa zwei bis drei Wochen lang nachweisbar. Eine Art kann also nur dann im Gewässer nachgewiesen werden, wenn sie darin aktuell präsent ist oder (bis vor kurzem) war. Umgekehrt ist es so, dass sich die eDNA-Konzentration rasch aufbaut, wenn eine Art ins Gewässer kommt. Dies bedeutet einerseits, dass ein Nachweis zeigt, dass eine Art zum Zeitpunkt der Probennahme im Gewässer vorkommt. Andererseits verlangt diese Beobachtung, dass Wasserproben zwingend während der Aktivitätsperiode der jeweiligen Zielarten gesammelt werden.
- Auch mit eDNA weist man die Zielart oder die Zielarten nicht immer nach, obwohl diese vorkommt; sogenannte „falschnegative“-Befunde (Schmidt u. Grünig 2017). Die Nachweisbarkeit einer Art dürfte auch im Fall von eDNA von der Populationsgrösse abhängen; dazu gibt es aber noch kaum wissenschaftliche Studien. Anzunehmen ist, dass sehr kleine Populationen schlecht nachgewiesen werden.
- Abundanzen können mit dieser Methode aktuell nicht bzw. nur sehr grob abgeschätzt werden (Thomsen et al. 2012). Ebenso wenig können Hinweise auf Reproduktion abgeleitet werden. Angaben zu Alter, Größe oder Gesundheitszustand kann eDNA bei Amphibien nicht liefern. Sofern für ein Monitoring derartige Merkmale wichtig sind, sollte eDNA nur ergänzend eingesetzt werden (Schmidt u. Grünig 2017).
- Weiterhin zu beachten: Zusätzliche Kosten für Laboranalyse. Desinfektion der Kleidung und Schuhe entsprechend Hygieneprotokoll (vgl. Uni Trier u. LANUV 2021) zwecks Vermeidung der Verbreitung/Verschleppung von möglichen Krankheitserregern (Chrytridpilz, Ranavirus) in andere Gewässer.
Literatur
- Arnal et al. (2019): Methodik eDNA Amphibien Feldprobenahme. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; IC Infraconsult AG Bern; Info fauna _ karch Neuchatel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher Bregenz. http://arnal.ch/media/files/methodik_edna_2019_190122_d.pdf 12pp.
- Herder, J.; Valentini, A. Bellemain, E. Dejean, T; van Delft, J.; Thomsen, F u. P. Taberlet (2014): environmental DNAa review of the possible applications for the detection of (invasive) species. 112 p. - http://www.environmental-dna.nl/Portals/7/Herder et al 2014 - Environmental DNA review.pdf
- Hessisches Ministerium für Umwelt, ländlicher Raum und Verbraucherschutz – Abteilung Forsten und Naturschutz (HMULV 2006, Hrsg): Natura 2000. Die Situation der Amphibien der Anhänge II und IV der FFH-Richtlinie in Hessen, zusammengestellt von C. Geske, 158 S., Wiesbaden.
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Abruf Februar 2014.
- Rees, H. C., K. Bishop, D. J. Middleditch, J. R. M. Patmore, B. C. Maddison u. K. C. Gough (2014): The application of eDNA for monitoring of the Great Crested Newt in the UK. – Ecolo-gy and Evolution 4: 4023–4032.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Schlüpmann, M.; Bussmann, M.; Hachtel, M. u. Haese, U. (2011): 3.7 Gelbbauchunke – Bombina variegata. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 507-542.
- Schmidt, B.R. u. C.R. Grünig (2017): Einsatz von eDNA im Amphibien-Monitoring. - WSL-Berichte (Forum des Wissens) 60: 57-62.
- Schmidt, B.R. u. S. Ursenbacher (2015): Umwelt-DNA als neue Methode zum Artnachweis in Gewässern. - Zeitschrift für Feldherpetologie 22: 1-10.
- Thomsen, P.F.; Kielgast, J.; Iversen, L.L.; Wiuf, C.; Rasmussen, M.; Gilbert, M.T.P.; Orlando, L.; Willerslev, E. (2012): Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA. Mol. Ecol. 21: 2565–2573.
- Universität Trier u. LANUV NRW (2021): Hygieneprotokoll und Praxistipps zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen - Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern zwischen Amphibienpopulationen (Stand April 2021). - https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Sichtbeobachtung zum Nachweis aller Altersstadien.
- Reusenfang: dreimalige Reusenerfassung zum Nachweis aller Altersstadien; Einsatz von Flaschenreusen (Dreiergruppen) in Kombination mit Eimerreusen (tiefere Gewässerbereiche). Abstand der Flaschenreusen im Uferbereich von 5 m. Gleiche Anzahl Eimerreusen und Flaschenreusen z.B. 25 m Uferlinie mit 5 Dreiergruppen Flaschenreusen und 5 Eimerreusen (vgl. Schlüpmann 2014). Bei Uferlänge > 150 m = Gewässer > 1.800m² können die Abstände auf bis zu 10 m vergrößert werden (zum Bau, zum Einsatz und zur Handhabung vgl. Schlüpmann 2009, 2014, Kronshage et al. 2014). Alternativ in tieferen Gewässerbereichen: Gaze-Kastenreusen z.B. Typ Henf II, je 5 m Uferlänge 1 Reuse, bei Gewässern > 50 m Länge 1 Reuse je 10 m Uferlinie.
- Kescherfang: erfolgt nur, wenn Reusenfang nicht möglich ist. Der Kescher sollte einen stabilen Stahlrahmen und ein flach gespanntes Netztuch haben (vgl. Schlüpmann u. Kupfer 2009): gekeschert wird "blind", ohne dass man Molche oder Larven unbedingt sieht.
- Fangzaun: Erfassung mit Folien-Fangzaun, zur Anwanderrichtung hin konkav gewölbt mit einer Höhe von 50 cm oder mehr, alle 10 m ein ebenerdig und bündig an den Zaun eingegrabener Fangeimer. Die Kontrolle der Fangeimer erfolgt während der rd. 6-wöchigen Fangperiode täglich morgens ab Beginn der Dämmerung. Bestimmung der gefangenen Tiere nach Art und Geschlecht. Die Fangzäune werden je nach Fragestellung angeordnet – Umzäunung von Gewässern, Winterquartieren oder Probeflächen, linienhafte Zäune oder Fangkreuze.
- Ergänzend ggf. Suche nach Eiern (Simon (2015: 50).
- Sichtbeobachtung / Reusenfang: 3 Untersuchungstermine im Zeitraum Mitte April bis August.
- Erfassung der adulten Tiere Mitte April bis Mitte Juli (zweimaliger Reuseneinsatz mit paralleler Sichtbeobachtung).
- Reproduktionskontrolle (Larvennachweis) Mitte Juli bis August (einmaliger Reuseneinsatz mit paralleler Sichtbeobachtung). Zur Erfassung der Kammmolch-Larven mit Reusenfallen sollten diese die Maximalgröße erreicht haben, das ist im August der Fall.
- Fangzäune: Ab Ende Februar, nach Schneeschmelze bzw. Frostperiode und Nachttemperaturen über dem Gefrierpunkt, Ermittlung von Aktivitätsdichten/Wanderverhalten in Landlebensräumen mit Fangkreuzen nach der Laichzeit.
- Sichtbeobachtung in der Dämmerung und nachts mit starker Taschenlampe möglich.
- Reusenerfassung: Reusen in der Zeit von 14:00 Uhr - 18:00 Uhr aufstellen und am Folgetag zwischen 6:00 Uhr und spätestens 14:00 Uhr wieder einholen. Hinweis: bei hohen Temperaturen sollte unbedingt versucht werden, die Fallen erst gegen Abend auszubringen und am nächsten Morgen bis 10:00 Uhr eingeholt zu haben um Individuenverluste zu vermeiden.
- Keschern ist ganztätig möglich.
- Keine Exposition der Reusen in Frostnächten.
- Bei Starkregenfällen kein Einsatz von Flaschenreusen.
- Abschätzen der Aktivitätsdichte durch Beprobung der Laichgewässer mittels Reusenfallen. Zur Berechnung vgl. Schlüpmann 2009. Eine weitere Möglichkeit besteht in der Auszählung der gefangenen Tiere in den fängig gestellten Fanggefäßen an einer das Gewässer vollständig umgebenden Amphibienschutzanlage.
- Auswertung je Eimer über den Fangzeitraum, gegebenenfalls Bildung von Zaunabschnitten.
- Ermitteln von Bereichen hoher Wanderaktivität und solchen mit geringer oder fehlender Wanderaktivität auf Grundlage der verorteten Fangzahlen der gesamten Erhebungszeit.
- Ermittlung von Überwinterung in Korridoren: Bei quer zur Wanderrichtung aufgestellten Fangzäunen kann aus der Differenz der Fangzahlen beider Zäune überschlägig der Anteil der zwischen den Zäunen überwinternden Tiere ermittelt werden.
- Umzäunung von einzelnen Quartieren und Probeflächen: Absolute Zahlen können auf Gesamtfläche oder Anzahl der Ersatzlebensräume hochgerechnet werden. Die Lage zu den Laichgewässern ist zu beachten. Aussage, ob Ersatzquartier angenommen wurde und Anzahl überwinternder Tiere, zeitliche Veränderungen der abwandernden Tiere zwischen den Monitoringdurchgängen ist möglich.
- Von den Aktivitätsdichten können Bedeutung und Funktionen abgeleitet werden, Identifikation von Winterhabitaten ist möglich, ebenso von Wanderrichtungen.
- Die Reusen sind fachgerecht anzuwenden, um Tierverluste zu vermeiden.
- Die Beifänge sind zu dokumentieren.
- Bei dem Vorhandensein von Amphibienschutzzäunen (Zaun mit Fanggefäßen) an Straßen sollten die Fangzahlen wandernder Kammmolche mit berücksichtigt werden.
- Bei der Übernahme von Fremddaten ist die richtige Unterscheidung von Teich- und Kammmolch kritisch zu prüfen.
- Flaschenreusen führen zu gleichwertigen Erfassungsergebnissen, wenn eine Dreiergruppe mit Flaschenreusen als eine Falleneinheit gezählt wird.
- Eine individuelle Wiedererkennung ist durch Fotografie des Bauchmusters adulter Tiere möglich.
- Die Fangeimer an den Landzäunen sind mit kleinen Löchern am Eimerboden zu versehen, damit Regenwasser ablaufen kann.
- Die Kontrollen müssen in den frühen Morgenstunden/der Dämmerung durchgeführt werden, damit die Tiere nach dem Umsetzen auf die andere Zaunseite noch die Möglichkeit haben, sich zu verstecken. Weiterhin wird mit dem frühen Absammeln vermieden, dass die Tiere austrocknen oder Prädatoren aktiv werden. Für die Erhebungen mit Fangkreuz gilt dies nochmals verstärkt, da diese Methode auch im Sommer/Spätsommer zur Anwendung kommt.
- Bei Zaunlängen > 1000 m sollten die Kontrollen daher mit 2 Personen durchgeführt werden.
- Bei einer Frühjahrserhebung mit Fangzäunen sind die Kontrollen auch an Tagen durchzuführen, in denen die Temperaturen keine Amphibienwanderungen erwarten lassen, da z.B. auch Mäuse in die Eimer fallen können. Das Einbringen von Stöckchen, an denen die Mäuse aus den Eimern heraus klettern können ist bei dem Vorkommen von Molcharten nicht möglich, da die Molche daran auch aus den Eimern klettern.
- In klaren Nächten ergibt sich im Laufe des Abends/der Nacht ein deutliches Temperaturgefälle zwischen Offenland (Strahlungsnächte) und Wald bzw. Gehölzflächen. Daher sind Angaben zu den Temperaturen und Wanderaktivitäten zwischen Offenland- und Waldhabitaten getrennt aufzuführen.
- Keschern ist in großen und tiefen Gewässern ungeeignet (Kupfer u. von Bülow (2011): 377).
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als "Hygieneprotokoll" veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
1.2. Umwelt-DNA-Nachweis (Präsenznachweis im Rahmen des Monitorings)
- Erfassung an artspezifisch geeigneten Gewässern durch Umwelt-DNA-Analyse (eDNA). Diese Methode ist v.a. dann eine sinnvolle Ergänzung zu den o.g. Methoden, wenn ein Vorkommen möglich, bislang aber nicht nachgewiesen ist und wenn zur Beantwortung der Fragestellung der Artnachweis (Präsenz) ausreichend ist (vgl. Schmidt u. Grünig 2017). Die Nachweiswahrscheinlichkeit dieser Methode liegt beim Kammmolch > 90%, vgl. Biggs et al. 2014 und Thomsen et al. 2012). Bei Fragestellungen die semiquantitative Angaben benötigen (Nachweis erfolgreicher Reproduktion, Schätzung der Besiedlungsdichte / Populationsgröße) sind i.d.R. die Standarderfassungsmethoden unter 1.1.1 anzuwenden.
- Folgende Angaben stellen eine Zusammenfassung der wichtigsten Eckpunkte für die Beprobung dar. Eine konkrete, ins Detail gehende Beschreibung der Vorgehensweise bei der Gewässerbeprobung, der benötigten Utensilien (Materialliste), der Vorgehensweise bei Lagerung und Versand der Proben sowie Angaben zu Desinfektion und Reinigung kann u.a. Arnal (2019) entnommen werden).
- Wasserprobennahme in 1m Abstand zum Ufer in ca. 10 cm in vorbereitete Sampling Submission Forms (SSF).
- Position der Probenahme(n) in geeigneten Mikrohabitaten entsprechend den Habitatansprüchen und der vermuteten Hauptaufenthaltsbereiche der Art innerhalb der Gewässer (tiefere Stellen mit Anteilen submerser Vegetation) nach fachgutachterlicher Festlegung im Einzelfall.
- Eine Mischprobe / Gewässer, Anzahl der (Teil-)Proben abhängig von Gewässergröße
- 50 m2 = 3-5 Probenahmestellen
- 50 – 500 m2 = 6-10 Probenahmestellen
- 500 m2 = 11-20 Probenahmestellen
- Durchführung: Gewässerprobe (50 ml Teichwasser) in PET-Flasche umfüllen. PET-Flasche mit den gesammelten Gewässerproben verschliessen und kräftig schütteln. Tubes mit vorabgefülltem Puffer und QR-Code mit jeweils 15 ml der gemischten Wasserprobe füllen (= Laborprobe). Probenahmestellen auf Karte einzeichnen und GPS Punkt aufnehmen.
- Desinfektion und Reinigung der Probenahmewerkzeuge entsprechend Arnal (2019) nach jeder (Teil-)Probenahme zur Vermeidung von DNA-Kontaminationen bzw. Verschleppung und zur Vermeidung von Krankheitsübertragung analog zum Hygieneprotokoll (Uni Trier u. LANUV 2021).
- Erhebungszeitpunkt während Hauptaufenthaltszeit des Kammmolchs im Gewässer entsprechend Anhang 5, vorzugsweise Ende Mai. Gutachterlich entsprechend lokalen Gegebenheiten / Erfahrungswerten bezüglich der Aufenthaltszeit der Art im Gewässer zu bestimmen / anzupassen.
- Witterung und Tageszeit spielen bei der Probenahme keine Rolle.
- Unterschieden werden bei der Analyse der Daten, abhängig von der Menge an erfasster Art-DNA (Anzahl "reads"): 0 = kein Nachweis, 1 = unsicherer Nachweis und 2 = sicherer Nachweis.
- Die Nachweiswahrscheinlichkeit (vgl. Schmidt u. Grünig 2017) ist u.a. abhängig von der Anzahl der Individuen im Gewässer, der Verteilung der Individuen im Gewässer sowie der eDNA Ausscheiderate der Art
- Qualitative Nachweismethode (reiner Artnachweis); bei hoher DNA-Konzentration ist entweder die Dichte der Tiere hoch oder aber die Probe wurde in unmittelbarer Nähe eines Tieres entnommen.
- Weitere Angaben zur Bewertung / Interpretation der Ergebnisse s. Microsynth et al. (2018).
- Ist die Beprobung auf die Erfassung des gesamten oder eines Teils des Artenspektrums eines Gewässers ausgelegt (bzw. auf mehrere Arten mit jahreszeitlich unterschiedlicher Präsenz im Gewässer), sind mindestens 2 Beprobungsdurchgänge zu empfehlen, z.B. 1. Aprilhälfte für Frühlaicher und Mitte Mai für Spätlaicher (regionale Abweichungen sind zu beachten). Die eDNA-Mengen im Wasser sinken schnell, wenn eine Art das Gewässer verlässt. eDNA bleibt im Wasser etwa zwei bis drei Wochen lang nachweisbar. Eine Art kann also nur dann im Gewässer nachgewiesen werden, wenn sie darin aktuell präsent ist oder (bis vor kurzem) war. Umgekehrt ist es so, dass sich die eDNA-Konzentration rasch aufbaut, wenn eine Art ins Gewässer kommt. Dies bedeutet einerseits, dass ein Nachweis zeigt, dass eine Art zum Zeitpunkt der Probennahme im Gewässer vorkommt. Andererseits verlangt diese Beobachtung, dass Wasserproben zwingend während der Aktivitätsperiode der jeweiligen Zielarten gesammelt werden.
- Auch mit eDNA weist man die Zielart oder die Zielarten nicht immer nach, obwohl diese vorkommt; sogenannte "falschnegative"-Befunde (Schmidt u. Grünig 2017). Die Nachweisbarkeit einer Art dürfte auch im Fall von eDNA von der Populationsgrösse abhängen; dazu gibt es aber noch kaum wissenschaftliche Studien. Anzunehmen ist, dass sehr kleine Populationen schlecht nachgewiesen werden.
- Nach Rees et al. (2014) weist die Anwendung der eDNA beim Kammmolch vergleichbare Nachweiswahrscheinlichkeiten auf wie die unter Pkt. 1.1.1 beschriebenen herkömmlichen Erfassungsmethoden.
- Abundanzen können mit dieser Methode aktuell nicht bzw. nur sehr grob abgeschätzt werden (Thomsen et al. 2012). Ebenso wenig können Hinweise auf Reproduktion abgeleitet werden. Angaben zu Alter, Größe oder Gesundheitszustand kann eDNA bei Amphibien nicht liefern. Sofern für ein Monitoring derartige Merkmale wichtig sind, sollte eDNA nur ergänzend eingesetzt werden (Schmidt u. Grünig 2017).
- Weiterhin zu beachten: Zusätzliche Kosten für Laboranalyse. Desinfektion der Kleidung und Schuhe entsprechend Hygieneprotokoll (vgl. Uni Trier u. LANUV 2021) zwecks Vermeidung der Verbreitung/Verschleppung von möglichen Krankheitserregern (Chrytridpilz, Ranavirus) in andere Gewässer.
Literatur
- Arnal et al. (2019): Methodik eDNA Amphibien Feldprobenahme. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; IC Infraconsult AG Bern; Info fauna _ karch Neuchatel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher Bregenz. http://arnal.ch/media/files/methodik_edna_2019_190122_d.pdf 12pp.
- Bodingbauer, S. u. M. Schlüppmann (2020): Die Beutelboxreuse – eine neue Wasserfalle zur Amphibienerfassung im Methodenvergleich nebst Empfehlungen zur standardisierten Erfassung des Kammmolches (Triturus cristatus) – Rana Heft 21; 92 -121.
- Herder, J.; Valentini, A. Bellemain, E. Dejean, T; van Delft, J.; Thomsen, F u. P. Taberlet (2014): environmental DNAa review of the possible applications for the detection of (invasive) species. 112 p. - http://www.environmental-dna.nl/Portals/7/Herder%20et%20al%202014%20-%20Environmental%20DNA%20review.pdf
- Hessisches Ministerium für Umwelt, ländlicher Raum und Verbraucherschutz – Abteilung Forsten und Naturschutz (HMULV 2006, Hrsg): Natura 2000. Die Situation der Amphibien der Anhänge II und IV der FFH-Richtlinie in Hessen, zusammengestellt von C. Geske, 158 S., Wiesbaden.
- Kronshage, A., Schlüpmann, M., Beckmann, C., Weddeling, K., Geiger, A., Haacks, M. u. Böll, S. (2014): Empfehlungen zum Einsatz von Wasserfallen bei Amphibienerfassungen. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 293 – 358.
- Kupfer, A. u. Von Bülow, B (2011): 3.3 Kammmolch – Triturus cristatus. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 375-406.
- LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2010: FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Abruf Februar 2014.
- Microsynth et al. (2018): Interpretationshilfe Amphibiennachweis mittels eDNA. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; C Infraconsult AG Bern; Info fauna / karch Neuchâtel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher. http://arnal.ch/media/files/interpretationshilfe_edna_2019_190122_d.pdf. 7pp.
- Rees, H. C., K. Bishop, D. J. Middleditch, J. R. M. Patmore, B. C. Maddison u. K. C. Gough (2014): The application of eDNA for monitoring of the Great Crested Newt in the UK. – Ecology and Evolution 4: 4023–4032.
- Schlüpmann, M. (2009): Wasserfallen als effektives Hilfsmittel zur Bestandsaufnahme von Amphibien – Bau, Handhabung, Einsatzmöglichkeiten und Fängigkeit. S. 257–290 in: Hachtel, M.; Schlüpmann, M.; Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie Supplement 15.
- Schlüpmann, M. (2014): Untersuchungen und Monitoring von Amphibien mit Wasserfallen aus einfachen Mitteln. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 117 - 160.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Schmidt, B.R., u. C.R. Grünig (2017): Einsatz von eDNA im Amphibien-Monitoring. - WSL-Berichte (Forum des Wissens) 60: 57-62.
- Schmidt, B.R., u. S. Ursenbacher (2015): Umwelt-DNA als neue Methode zum Artnachweis in Gewässern. - Zeitschrift für Feldherpetologie 22: 1-10.
- Simon, B. (2015): Geländearbeit und Datenbeschaffung. IN: Grosse, W.-R. et al. (2015): Die Lurche und Kriechtiere des Landes Sachsen-Anhalt unter besonderer Berücksichtigung der Arten der Anhänge der Fauna-Flora-Habitat-Richtlinie sowie der kennzeichnenden Arten der Fauna-Flora-Habitat-Lebensraumtypen – Berichte des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt 4: 119-142.
- Thomsen, P.F.; Kielgast, J.; Iversen, L.L.; Wiuf, C.; Rasmussen, M.; Gilbert, M.T.P.; Orlando, L.; Willerslev, E. (2012): Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA. Mol. Ecol. 21: 2565–2573.
- Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: 3 Begehungen nach Sonnenuntergang, Registrierung der Rufaktivitäten: die Unterscheidung von Pelophylax lessonae und Pelophylax esculentus in Mischpopulationen ist in der Regel nicht bzw. nur von einzelnen Spezialisten möglich. Rufe des Seefroschs sind gut zu unterscheiden. Eine Zählung der rufenden Männchen zur Bestandserfassung ist nur in reinen P. lessonae-Populationen möglich.
- Verhören erfordert auch Fang von Tieren (s.u.).
- Sichtbeobachtung: 3 Begehungen tagsüber im Bereich der Larvengewässer am gleichen Tag wie das Verhören. Der Einsatz von Ferngläsern ist oft notwendig. Dabei ist besonders auf Männchen zu achten. Sie lassen sich vergleichsweise einfach an Hand der Färbung und Zeichnung (Rücken, Kehle) und der Schalblasenfärbung bestimmen. Weibchen sind in vielen Fällen nicht sicher zu bestimmen.
- Reusenfang, Keschern: Zur Erfassung und sicheren Bestimmung von Individuen. Der Fang einer Stichprobe von Tieren zur Vermessung (insbesondere das Längenverhältnis innere Zehe zu Fersenhöcker) und die genaue Begutachtung der Form des Fersenhöckers sowie der Färbung und Zeichnung der Tiere ist erforderlich um das Verhältnis der vorkommenden Männchen des Kleinen Wasserfrosches und des Teichfrosches zu ermitteln. Zum Fangen der Tiere ist der nächtliche Kescherfang geeignet und auch der Einsatz von Reusenfallen ist in den meisten Fällen sehr sinnvoll.
- Sichtbeobachtung / Verhören: 3 Untersuchungstermine im Zeitraum Mai bis Juni mit jeweils Verhören (Anzahl Rufer), Fang von Tieren zur Vermessung und Sichtbeobachtung (ggf. Laichballen, ggf. Larven, Habitatqualität, Beeinträchtigungen).
- Sichtbeobachtung ganztägig möglich.
- Verhören bevorzugt nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab).
- Keine besonderen Anforderungen.
- Abschätzung der Populationsgröße durch Zählung der rufenden Männchen sofern es sich um reine P. lessonae Population handelt. Ansonsten sind Anteile an P. lessonae und Pelophylax esculentus anhand der Vermessungsergebnisse der gefangenen Tiere abzuschätzen.
- Aus Ermittlung von Laichballen und Larven können keine Rückschlusse auf Pelophylax lessonae gezogen werden, da Laich und Larven nicht von Pelophylax esculentus unterschieden werden können.
- Die Schwierigkeit ist, diese Art überhaupt sicher zu erfassen. Die Kleinen Wasserfrösche sind nur eine relativ kurze Zeit in den Laichgewässern zu finden und leben ansonsten überwiegend terrestrisch und sind in dieser Phase kaum zu finden. Daher sollten für den Grundnachweis möglichst viele verdächtig aussehende Tiere zur Hauptzeit der Paarungs- und Rufaktivität gefangen und gemessen werden. Eine sichere morphometrische Bestimmung reicht völlig aus, auf genetische Untersuchungen kann man durchaus verzichten. Durch Zufallsfänge kann der Anteil der Kleinen Wasserfrösche in Mischpopulationen festgestellt werden. Auf Grundlage dieser Relation kann von den ermittelten Ruferzahlen hochgerechnet werden, wie viele Männchen von Kleinem Wasserfrosch und Teichfrosch in dem Gewässer zur Hauptpaarungszeit ungefähr vorkommen.
- Mit o.g. Vorgehen kann auf eine genetische Absicherung in der Regel verzichtet werden.
- Der Seefrosch Pelophylax ridibundus ist im Allgemeinen anhand der Rufe gut unterscheidbar.
- Der Einsatz von Klangattrappen ist nur bedingt geeignet.
- Laich und Larven können allenfalls als „Wasserfrosch“ bestimmt werden.
- Wasserfrösche sind leicht zu erfassen, Probleme bereitet die Bestimmung der Art Kleiner Wasserfrosch innerhalb des Wasserfrosch-Komplexes.
- Zählen und Unterscheidung von Laichballen und Larven macht aufgrund nicht vorhandener Unterschiede keinen Sinn, wenn mehrere Pelophylax-Arten vorkommen, was meist der Fall ist.
- Die Larven der Gruppe der Wasserfrösche sind nicht unterscheidbar, daher ist der Nachweis von Adulti über Kescherfang ausreichend.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
Literatur
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Abruf Februar 2014.
- Mutz, T. (2006): Die Bestimmung von Wasserfröschen: Möglichkeiten und Grenzen für den Feldherpetologen – Rundbrief zur Herpetofauna NRW (Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen) Nr. 30: 24-34. Online im Internet: http://www.herpetofauna-nrw.de/downloads/rdbr30_januar2006.pdf
- Schlüpmann, M. (2005): Bestimmungshilfen. – Rundbrief zur Herpetofauna NRW (Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen) Nr. 28: 1-36. Online im Internet: http://www.herpetofauna-nrw.de/downloads/rdbr28_april2005_bestimmungshilfen.pdf
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.3 Begehungen, rufende Männchen an feucht-warmen Tagen abends bis 24 Uhr. Die sehr leisen Paarungsrufe unter Wasser sind bereits wenige Meter vom rufenden Tier entfernt am Ufer nicht mehr zu hören. Der Einsatz eines Unterwassermikrofons zur Erfassung rufender Tiere (siehe Chmela u. Kronshage 2011, Frommholt et al. 2008) wird neben dem reinen Verhören empfohlen. Hiermit können vor allem die am Gewässerboden in größeren Tiefen (> 1m) sitzenden und rufenden Männchen erfasst werden, die sonst an der Oberfläche nicht zu hören sind. In strukturreichen Gewässern mit sehr dichter Unterwasservegetation kann der Einsatz des Unterwassermikrofons aber auch stark eingeschränkt sein. Zum Nachweis von Rufaktivitäten können auch sog. Horchboxen (Hydrofon gekoppelt an ein Aufnahmegerät) eingesetzt werden (zum Einsatz von Hydrofonen vgl. Chmela u. Kronshage 2011, Frommholt et al 2008). Erfahrungen mit dem Einsatz von Hydrophonen und Horchboxen müssen weiter gesammelt und auch dokumentiert werden.
- Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren tagsüber im Bereich der Laichgewässer.
- Reusenfang zur Erfassung von Larven bzw. Jungtieren, Einsatz von Flaschenreusen (Dreiergruppen) in Kombination mit Eimerreusen. Abstand der Flaschenreusen im Uferbereich von 5 m. Gleiche Anzahl Eimerreusen und Flaschenreusen z.B. 25 m Uferlinie mit 5 Dreiergruppen Flaschenreusen und 5 Eimerreusen.
- Bei Uferlänge > 150 m = Gewässer > 1.800 m² können die Abstände auf bis zu 10 m vergrößert werden.
- Keschern in der Freiwasserzone und in der Ufervegetation. Kescherfang zum Nachweis von Larven ist obligatorisch, wenn das Aufstellen von Reusen nicht möglich ist.
- Fangzaun: Umzäunung der Laichgewässer mit Amphibienzaun und Fangeimern zur Ermittlung während der Frühjahrswanderung.
- Sichtbeobachtung / Verhören (Adulti): 3 Begehungstermine im Zeitraum April bis Mitte Mai am gleichen Tag wie das Verhören.
- Reusenfang: 2 Reusen-Erfassungen in der Zeit von Juni-Juli (zum Teil bis in den August hinein).
- Keschern einmal bei Begehung im Juni/Juli, wenn kein Reusenfang oder ergänzend zum Reusenfang.
- Fangzäune von Anfang März bis Ende April – abhängig von dem Witterungsverlauf.
- Sichtbeobachtung tagsüber.
- Verhören nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab), in günstigen Nächten kann sich die Aktivitätsphase verlängern.
- Reusenerfassung: Ausbringen der Reusen tagsüber, Fangzeit über Nacht, Kontrolle am nächsten Tag; Reusen in der Zeit von 14:00 Uhr - 18:00 Uhr aufstellen und am Folgetag zwischen 6:00 Uhr und 14:00 Uhr wieder einholen Kontrolle Fangeimer am Amphibienzaun in der Morgendämmerung.
- Begehungen / Verhören vorzugsweise nach Regen in warm-feuchten Nächten.
- Keine Erfassung in Frostnächten.
- Abschätzung der Populationsgröße vor allem durch Verhören und evtl. Sichtbeobachtungen der Tiere. Bei rufstarken Gruppen ist nur eine Schätzung der Anzahl möglich.
- Reproduktionserfolg wird durch Ergebnisse der Reusen- und Kescherfänge belegt.
- Die Knoblauchkröte gilt allgemein als sehr schwer zu erfassende Art. Daher ist ein höherer Erfassungsbedarf zu berücksichtigen.
- Paarungsbereite Männchen lassen sich durch Pfeifen provozieren (Simon 2015: 50).
- Ein Nachweis der Knoblauchkröte in den Fortpflanzungsgewässern zur Laichzeit durch Verhören ist möglich und ist die wichtigste Nachweismethode. Bei größeren und tieferen Gewässern kann sich aufgrund einer reinen akustischen Erfassung vom Ufer aus (Ruferzahlen) ein unzureichendes Bild der Gesamtzahl ergeben.
- Die Knoblauchkröte lebt sehr versteckt. Nachweise im Landhabitat trotz geeigneter Witterung sind selten und können allenfalls als Zusatzinformationen genutzt werden, nicht aber für Aussagen zu Aktivitätsdichten. Die meist erfolglosen Landhabitatbegehungen können daher allenfalls ergänzend durchgeführt werden.
- Ergänzend ist ggf. die Suche mittels Spürhunden erfolgversprechend (vgl. Angaben in Geiger et al. 2019: 28).
- Zur Bestandserfassung sind nach Möglichkeit ergänzend die Hauptwandernächte zu ermitteln.
- Ein Nachweis der sehr großen Larven der Knoblauchkröte mit Molchreusen (Reusenfallen) ist möglich. Eine kombinierte Bestandserfassung z. B. mit dem Kammmolch ist sehr gut möglich.
- Der Abstand der Reusen zueinander soll je Gewässer gleich groß und somit repräsentativ sein.
- Aufgrund der schwierigen Erfassung der Knoblauchkröte wird ergänzend eine Zaunerfassung (Abschranken der Laichgewässer) empfohlen, um die Populationsgröße zu ermitteln. Die oft nur noch sehr kleinen Populationen sind über die Anzahl der anwandernden Tiere am besten zu erfassen. Dazu ist aber ein erheblicher Zeit- und Arbeitsaufwand erforderlich. Liegen Daten von Krötenschutzzäunen an Straßen aus der (nahen) Gewässerumgebung vor, sollten diese immer mit berücksichtigt werden.
- In sehr warmen Frühjahren kann es witterungsbedingt vorkommen, dass Wasser- und Laubfrösche schon sehr zeitig rufen. Eine gleichzeitige akustische Erfassung der Knoblauchkröte ist dann zu späten Terminen nicht mehr möglich.
- Die besten Zeiten zur Rufererfassung sind die Abendstunden.
- Verwechslungsgefahr besteht bei den sehr großen Kaulquappen mit großen Wasserfroschquappen. Larvenspezifische Bestimmungsmerkmale, wie z.B. das Mundfeld, ermöglichen aber eine eindeutige Bestimmung.
- Das charakteristische Färbungsmuster der Oberseite (Rückenzeichnung) adulter Tiere kann gut zur fotografischen Wiedererkennung genutzt werden. Aufgrund des sehr seltenen Vorkommens und der überwiegend kleinen Populationen wird eine solche Dokumentation vorgeschlagen.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
1.2. Umwelt-DNA-Nachweis (Präsenznachweis)
- Erfassung an artspezifisch geeigneten Gewässern durch Umwelt-DNA-Analyse (eDNA). Diese Methode ist v.a. dann eine sinnvolle Ergänzung zu den o.g. Methoden, wenn ein Vorkommen möglich, bislang aber nicht nachgewiesen ist und wenn zur Beantwortung der Fragestellung der Artnachweis (Präsenz) ausreichend ist (vgl. Schmidt u. Grünig 2017). Die Nachweiswahrscheinlichkeit dieser Methode liegt bei der Knoblauchkröte zwischen 75 und 100% (Herder et al. 2014; Herder 2013; Thomsen et al. 2012). Bei Fragestellungen die semiquantitative Angaben benötigen (Nachweis erfolgreicher Reproduktion, Schätzung der Besiedlungsdichte / Populationsgröße) sind i.d.R. die Standarderfassungsmethoden unter 1.1.1 anzuwenden.
- Folgende Angaben stellen eine Zusammenfassung der wichtigsten Eckpunkte für die Beprobung dar. (Eine ins Detail gehende Beschreibung der Vorgehensweise bei der Gewässerbeprobung, der benötigten Utensilien (Materialliste), der Vorgehensweise bei Lagerung und Versand der Proben sowie Angaben zu Desinfektion und Reinigung kann u.a. Arnal 2019 entnommen werden).
- Wasserprobennahme in 1m Abstand zum Ufer in ca. 10 cm in vorbereitete Sampling Submission Forms (SSF).
- Position der Probenahme(n) in geeigneten Mikrohabitaten entsprechend den Habitatansprüchen und der vermuteten Hauptaufenthaltsbereiche der Art innerhalb der Gewässer (tiefere Stellen mit Anteilen submerser Vegetation) nach fachgutachterlicher Festlegung im Einzelfall.
- Eine Mischprobe / Gewässer, Anzahl der (Teil-)Proben abhängig von Gewässergröße
- kleiner 50 m² = 3-5 Probenahmestellen
- 50 – 500 m² = 6-10 Probenahmestellen
- größer 500 m² = 11-20 Probenahmestellen
- Bei einem Gewässer-Komplex können, abhängig von der Fragestellung, entweder Laborproben für jedes einzelne Gewässer oder eine Mischprobe für den gesamten Komplex gesammelt werden (vgl. Arnal 2019).
- Durchführung: Gewässerprobe (50 ml Teichwasser) in PET-Flasche umfüllen. PET-Flasche mit den gesammelten Gewässerproben verschliessen und kräftig schütteln. Tubes mit vorabgefülltem Puffer und QR-Code mit jeweils 15 ml der gemischten Wasserprobe füllen (= Laborprobe). Probenahmestellen auf Karte einzeichnen und GPS Punkt aufnehmen.
- Desinfektion und Reinigung der Probenahmewerkzeuge entsprechend Arnal (2019) nach jeder (Teil-)Probenahme zur Vermeidung von DNA-Kontaminationen bzw. Verschleppung und zur Vermeidung von Krankheitsübertragung analog zum „Hygieneprotokoll“ (Uni Trier u. LANUV 2021).
- Eine Begehung/Beprobung.
- Erhebungszeitpunkt während der Hauptaufenthaltszeit der Knoblauchkröte im Gewässer entsprechend Anhang 5 zwischen April und Mai, vorzugsweise Mitte Mai. Aufgrund der langen Anwesenheit der Larven innerhalb der Gewässer, ist die Art in Reproduktionsgewässern länger nachweisbar.
- Gutachterlich entsprechend lokalen Gegebenheiten /Erfahrungswerten bezüglich der Aufenthaltszeit der Art im Gewässer zu bestimmen / anzupassen.
- Witterung und Tageszeit spielen bei der Probenahme keine Rolle.
- Unterschieden werden bei der Analyse der Daten, abhängig von der Menge an erfasster Art-DNA (Anzahl „reads“): kein Nachweis, unsicherer Nachweis, sicherer Nachweis.
- Die Nachweiswahrscheinlichkeit (vgl. Schmidt u. Grünig 2017) ist u.a. abhängig von der Anzahl der Individuen im Gewässer, der Verteilung der Individuen im Gewässer sowie der eDNA Ausscheiderate der Art.
- Qualitative Nachweismethode (reiner Artnachweis); bei hoher DNA-Konzentration ist entweder die Dichte der Tiere hoch oder aber die Probe wurde in unmittelbarer Nähe eines Tieres entnommen.
- Weitere Angaben zur Bewertung / Interpretation der Ergebnisse s. Microsynth et al. (2018).
- Ist die Beprobung auf die Erfassung des gesamten oder eines Teils des Artenspektrums eines Gewässers ausgelegt (bzw. auf mehrere Arten mit jahreszeitlich unterschiedlicher Präsenz im Gewässer), sind mindestens 2 Beprobungsdurchgänge zu empfehlen, z.B. 1. Aprilhälfte für Frühlaicher und Mitte Mai für Spätlaicher (regionale Abweichungen sind zu beachten). Die eDNA-Mengen im Wasser sinken schnell, wenn eine Art das Gewässer verlässt. eDNA bleibt im Wasser etwa zwei bis drei Wochen lang nachweisbar. Eine Art kann also nur dann im Gewässer nachgewiesen werden, wenn sie darin aktuell präsent ist oder (bis vor kurzem) war. Umgekehrt ist es so, dass sich die eDNA-Konzentration rasch aufbaut, wenn eine Art ins Gewässer kommt. Dies bedeutet einerseits, dass ein Nachweis zeigt, dass eine Art zum Zeitpunkt der Probennahme im Gewässer vorkommt. Andererseits verlangt diese Beobachtung, dass Wasserproben zwingend während der Aktivitätsperiode der jeweiligen Zielarten gesammelt werden.
- Die Nachweiswahrscheinlichkeit dieser Methode liegt bei der Knoblauchkröte zwischen 75 und 100% (Herder et al. 2014; Herder 2013; Thomsen et al. 2012) und damit vergleichbar wie die unter Pkt. 1.1.1 beschriebenen herkömmlichen Erfassungsmethoden.
Literatur
- Arnal et al. (2019): Methodik eDNA Amphibien Feldprobenahme. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; IC Infraconsult AG Bern; Info fauna / karch Neuchâtel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher Bregenz. http://arnal.ch/media/files/methodik_edna_2019_190122_d.pdf 12pp.
- Geiger, A. et al. (2019): Schnüffeln für den Artenschutz - Spürhunde suchen und finden Knoblauchkröten – Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen – Natur in NRW – Zeitschrift für den Naturschutz in NRW: S. 28, 29
- Herder, J.; Valentini, A. Bellemain, E. Dejean, T; van Delft, J.; Thomsen, F u. P. Taberlet (2014): Environmental DNA - a review of the possible applications for the detection of (invasive) species. 112 p. - http://www.environmental-dna.nl/Portals/7/Herder%20et%20al%202014%20-%20Environmental%20DNA%20review.pdf
- Chmela, C. u. A. Kronshage (2011): 3.8 Knoblauchkröte – Pelobates fuscus. - In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien in Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens, Band 1: 543-582.
- Frommholt, K.-H., Kaufmann, M., Mante, S. u. M. Zadow (2008): Die Lautäusserungen der Knoblauchkröte (Pelobates fuscus) und Möglichkeiten einer akustischen Bestandserfassung der Art. – Rana, Sonderheft 5: 101-102.
- Kronshage, A., Schlüpmann, M., Beckmann, C., Weddeling, K., Geiger, A., Haacks, M. u. Böll, S. (2014): Empfehlungen zum Einsatz von Wasserfallen bei Amphibienerfassungen. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 293 - 358.
- Microsynth et al. (2018): Interpretationshilfe Amphibiennachweis mittels eDNA. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; C Infraconsult AG Bern; Info fauna / karch Neuchâtel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher. http://arnal.ch/media/files/interpretationshilfe_edna_2019_190122_d.pdf. 7pp.
- Rees, H. C., K. Bishop, D. J. Middleditch, J. R. M. Patmore, B. C. Maddison u. K. C. Gough (2014): The application of eDNA for monitoring of the Great Crested Newt in the UK. – Ecology and Evolution 4: 4023–4032.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Schlüppmann, M. (2014): Untersuchungen und Monitoring von Amphibien mit Wasserfallen aus einfachen Mitteln. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 117 - 160.
- Schmidt, B.R. u. C.R. Grünig (2017): Einsatz von eDNA im Amphibien-Monitoring. - WSL-Berichte (Forum des Wissens) 60: 57-62.
- Simon, B. (2015): Geländearbeit und Datenbeschaffung. IN: Grosse, W.-R. et al. (2015): Die Lurche und Kriechtiere des Landes Sachsen-Anhalt unter besonderer Berücksichtigung der Arten der Anhänge der Fauna-Flora-Habitat-Richtlinie sowie der kennzeichnenden Arten der Fauna-Flora-Habitat-Lebensraumtypen – Berichte des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt 4: 47 - 54.
- Schmidt, B.R. u. S. Ursenbacher (2015): Umwelt-DNA als neue Methode zum Artnachweis in Gewässern. - Zeitschrift für Feldherpetologie 22: 1-10.
- Thomsen, P.F.; Kielgast, J.; Iversen, L.L.; Wiuf, C.; Rasmussen, M.; Gilbert, M.T.P.; Orlando, L.; Willerslev, E. (2012): Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA. Mol. Ecol. 21: 2565–2573.
- Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.
- Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren und Jungtieren in ihren Tagesverstecken unter Steinen und Brettern im weiteren terrestrischen Umfeld und im Bereich der Laichgewässer, Suche nach Larven und Laich im Bereich der Laichgewässer; Sichtbeobachtung auch durch Ableuchten der Gewässer in den Abendstunden.
- Ergänzend /optional: Berücksichtigung von Fängen an Fangzäunen, wenn diese für andere Arten aufgestellt werden.
- Sichtbeobachtung / Verhören: 4 Untersuchungstermine im weiteren terrestrischen Umfeld und im Bereich der Laichgewässer im Zeitraum April bis Juli (August) (witterungsbedingte Änderungen möglich) mit jeweils Verhören und Sichtbeobachtung tagsüber und abends am gleichen Tag (1.-3. Termin Sichtbeobachtung: Zählen Laichschnüre, Adulti; 4. Termin Sichtbeobachtung im Juli mit Schwerpunkt Jungtiere und Larven).
- Verhören nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab).
- Sichtbeobachtung ganztägig möglich.
- Begehungen nach Regen an warmen Tagen. Registrierung von Rufaktivitäten insbesondere vor und nach Gewittern und Regenperioden.
- Keine Erfassung in den sehr trockenen Wochen der Sommermonate.
- Berücksichtigung der bei der Nachtbegehung (Verhören) und durch Sichtbeobachtung ermittelten adulten Tiere bei der Populationsabschätzung.
- Erfassung der Reproduktion mittels Laich und Larven.
- Sofern Fangzäune für andere Arten aufgestellt werden: Auswertung je Eimer über den Fangzeitraum, gegebenenfalls Bildung von Zaunabschnitten und Identifizierung von Winterhabitaten.
- Der Einsatz von akustischen Klangattrappen hat sich in der praktischen Feldarbeit nur bedingt bewährt. Nachsuche nicht nur in den Gewässern, sondern auch in Tagesverstecken unter Totholz, Brettern oder Steinen.
- Das Auslegen von künstlichen Verstecken wie Schaltafeln, Förderbandmatten oder Brettern im Nahbereich der Gewässer zur Bestandserfassung hat sich in der Praxis bewährt.
- Eine zuverlässige Unterscheidung des Laichs von Kreuz- und Wechselkröte ist nicht möglich. Die Unterscheidung von jungen Larven der Bufo-Arten ist schwierig. Frisch abgesetzte Laichschnüre lassen sich tagsüber oder auch mit einer Lampe nachts in Verbindung mit dem Verhören der Rufer zählen. In Mischpopulationen von Kreuz- und Wechselkröte muss bei der Laichzählung eine Verwechslung ausgeschlossen werden. [Spät im Jahr sind die adulten Tiere außerhalb der Fortpflanzungsphase in regnerischen Nächten auch gut nachts mit Hilfe von Lampen im Landlebensraum zu finden].
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
Literatur
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Abruf Februar 2014.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Specht, D. (2009): Zur Erfassung von Kreuzkröten (Bufo calamita) mittels Schaltafeln auf einer Bodendeponie. – In: Hachtel, M., M. Schlüpmann, B. Thiesmeier u. K. Weddeling (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie Supplement 15.
- Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.
- Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren im Bereich der Laich- und Rufgewässer und im weiteren terrestrischen Umfeld; 3. Begehung ab August zur Erfassung von Jungtieren auf geeigneten Sitzwarten in der Vegetation (bevorzugt Brombeeren, auch Ufervegetation und angrenzende Hochstaudenfluren, andere Gebüsche), sowie Erfassung von Laich und Larven in den Gewässern parallel zu den Begehungen.
- Kescherfang: Registrierung Adulti und Larven.
- Verhören / Sichtbeobachtung: 3 Untersuchungstermine im Zeitraum von Mai bis August. Die beiden ersten im Mai mit Verhören und Sichtbeobachtung der Adulti, der 3. Termin im August mit Sichtbeobachtung/Suche nach diesjährigen Jungtieren im gewässernahen Umfeld.
- Kescherfang: ggf. zusätzlich beim 3. Untersuchungstermin im August zur Erfassung später Larven im Gewässer. Wenn der Schwerpunkt der Untersuchung auf Reproduktion abstellt, dann ist ein zusätzlicher Untersuchungstermin mit Keschern nach Larven im Juni/Juli erforderlich.
- Sichtbeobachtung: ganztägig möglich.
- Verhören: nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab).
- Sichtbeobachtung: Begehungen an warmen, sonnigen Tagen. Keine Erfassung in Frostnächten.
- Besonders kurz vor und nach Gewittern und Regenperioden ist die Registrierung von Rufaktivitäten günstig.
- Abschätzung der Populationsgröße am besten durch nächtliches Verhören.
- Keschern und Erfassung der Jungtiere erlaubt lediglich Feststellung zu erfolgter Reproduktion.
- Es hat sich bewährt in jeder Erfassungsnacht zunächst die Rufaktivität einer größeren, gut dokumentieren Laubfrosch Population einer Region einzuschätzen und erst anschließend in das neue Untersuchungsgebiet zu fahren.
- Berücksichtigung der bei der Nachtbegehung (Verhören) durch Sichtbeobachtung ermittelten adulten Tiere und Larven.
- Akustische Klangattrappen können bei der Laubfroscherfassung zur Stimulation zum Einsatz kommen.
- Verhören zur Bestandseinschätzung nur in guten Rufnächten (warm, Lufttemperaturen etwa 18-20 Grad).
- Bei der Übernahme von Fremddaten ist die richtige Zuordnung von Wasserfrosch- und Laubfroschrufen kritisch zu prüfen.
- Reproduktionsnachweis (Larven, frisch metamorphosierte Tiere im gewässernahen Umfeld) ist wichtig, um zwischen Rufgewässer und Reproduktionsgewässer zu unterscheiden. Der Laubfrosch bildet Metapopulationen mit relativ wenigen Reproduktionsgewässern aber vielen Rufgewässern. Gewässer ohne Reproduktionsnachweis in einem Jahr können in anderen Jahren als Laichgewässer dienen.
- Rufstarke Gruppen (ab etwa > 20 Tiere) können nicht mehr einzeln ausgezählt werden. Hier ist eine Gruppengröße zu schätzen. Verhören großer Rufgemeinschaften am besten durch mehrere Personen, dabei evtl. Aufteilung des Gebietes / Gewässerkomplexes in Sektoren.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
Literatur
- Geiger, A., Mutz, T. u. Böttger, R. (2011): 3.12 Laubfrosch – Hyla arborea. - In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien in Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens, Band 1: 689-724.
- Hessisches Ministerium für Umwelt, ländlicher Raum und Verbraucherschutz – Abteilung Forsten und Naturschutz (HMULV 2006, Hrsg): Natura 2000. Die Situation der Amphibien der Anhänge II und IV der FFH-Richtlinie in Hessen, zusammengestellt von C. Geske, 158 S., Wiesbaden.
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Abruf Februar 2014.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.
- Sichtbeobachtung: Registrierung des gesamten Laichgeschehens, ggf. Auszählung der Männchen und Paare.
- Fangzaun: Ermittlung der Aktivitätsdichten/Wanderverhalten, in Landlebensräumen ggf. mit Fangkreuzen. Erfassung mit Folien-Fangzaun, zur Anwanderrichtung hin konkav gewölbt mit einer Höhe von 50 cm oder mehr, alle 10 m ein ebenerdig und bündig an den Zaun eingegrabener Fangeimer. Bestimmung der gefangenen Tiere nach Art, Geschlecht. Die Fangzäune werden je nach Fragestellung der Untersuchung angeordnet. Umzäunung von Gewässern, Winterquartieren oder Probeflächen, linienhafte Zäune oder Fangkreuze.
- Sichtbeobachtung/Verhören: 3 kombinierte Begehungen im Zeitraum von Februar bis Anfang April. Bei unsicherer Situation und kleinem Bestand wird im Abstand von drei Tagen kontrolliert (von Bülow et al. 2011), ggf. ist bei ungünstiger Witterung dann ein 4. Termin erforderlich; Auszählen von Laichballen je nach Wetterlage an ein bis zwei Terminen im März oder Anfang April. Dabei Angabe des Maximalwertes und Angaben zur Habitatqualität / Beeinträchtigungen. Ggf. Auszählung von Larven, rufenden Männchen und Paaren: eine Zählung der Tiere ist nur an ganz wenigen Tagen in der Hauptlaichzeit möglich, da der Moorfrosch eine nur sehr kurze Laichphase hat, die auch noch sehr witterungsabhängig ist.
- Fangzaun: sechswöchige Fangperiode ab Ende Februar nach der Laichzeit bzw. nach der Schneeschmelze bzw. Frostperiode. Nur bei Nachttemperaturen über dem Gefrierpunkt. Fangkreuz auch im Sommer/Spätsommer.
- Sichtbeobachtung ganztägig möglich.
- Verhören nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab), in günstigen Nächten kann sich die Aktivitätszeit verlängern.
- Fangzaun: Die Kontrolle der Fangeimer erfolgt während der rund sechswöchigen Fangperiode täglich morgens ab Beginn der Dämmerung.
- Begehungen an warmen Tagen bei feuchter Witterung.
- Keine Erfassung in Frostnächten.
- Abschätzung der Populationsgröße durch Zählung der Laichballen und der rufenden Männchen.
- Auswertung je Eimer über den Fangzeitraum, ggf. Bildung von Zaunabschnitten.
- Ermitteln von Bereichen hoher Wanderaktivität und solchen mit geringer oder fehlender Wanderaktivität auf Grundlage der verorteten Fangzahlen der gesamten Erhebungszeit.
- Ermittlung von Überwinterung in Korridoren: Bei quer zur Wanderrichtung aufgestellten Fangzäunen kann aus der Differenz der Fangzahlen beider Zäune überschlägig der Anteil der zwischen den Zäunen überwinternden Tiere ermittelt werden.
- Umzäunung von einzelnen Quartieren und Probeflächen: Absolute Zahlen können auf Gesamtfläche oder Anzahl der Ersatzlebensräume hochgerechnet werden. Lage zu den Laichgewässern ist zu beachten. Aussage, ob Ersatzquartier angenommen wurde und Anzahl überwinternder Tiere, zeitliche Veränderungen der abwandernden Tiere zwischen den Monitoringdurchgängen.
- Von den Aktivitätsdichten können Bedeutung und Funktionen abgeleitet werden, Identifikation von Winterhabitate ist möglich, ebenso von Wanderrichtungen.
- Der Moorfrosch laicht sehr früh, nach Möglichkeit ist die Hauptlaichzeit in der Kartierung zu erfassen.
- Die Hauptlaichzeit erstreckt sich beim Moorfrosch nur über 3–4 Tage.
- Zur Zählung rufender Männchen können sowohl sonnige warme Tageszeiten als auch der frühe und noch relativ warme Abend nach einem sonnigen Tag genutzt werden.
- Gute Bestandserfassungen erfolgen über das Auszählen der Laichballen. Die Methode ist der Auszählung von Rufern oder adulten Tieren deutlich überlegen.
- Eine sichere Ansprache bzw. Unterscheidung der Braunfrösche und des Braunfroschlaiches muss vorausgesetzt werden.
- Bei gleichzeitigem Vorkommen von Moor- und Grasfrosch sind die Laichballen nicht sicher zu unterscheiden. Daher ist es wichtig, die Größenordnung der rufenden Männchen beider Arten vorher festgestellt zu haben und ggf. zu lokalisieren, an welcher Stelle der Moorfrosch alleine ablaicht und an welchen anderen Stelle nur der Grasfrosch gerufen hat bzw. wo beide Arten kleinräumig zusammen vorkommen. Auf dieser Grundlage können die gefundenen Laichballen entsprechend zugeordnet werden.
- Die Fangeimer an den Fangzäunen sind mit kleinen Löchern am Eimerboden zu versehen, damit Regenwasser ablaufen kann.
- Die Kontrollen der Fangzäune müssen in den frühen Morgenstunden/der Dämmerung durchgeführt werden, damit die Tiere nach dem Umsetzen auf die andere Zaunseite noch die Möglichkeit haben, sich zu verstecken. Weiterhin wird mit dem frühen Absammeln vermieden, dass die Tiere austrocknen oder Prädatoren aktiv werden. Für die Erhebungen mit Fangkreuz gilt dies in besonderem Maße, da diese Methode auch im Sommer/Spätsommer zur Anwendung kommt.
- Bei Zaunlängen > 1000 m Länge sollten die Kontrollen daher mit 2 Personen durchgeführt werden.
- Bei einer Frühjahrserhebung mit Fangzäunen sind die Kontrollen auch an Tagen durchzuführen, in denen die Temperaturen keine Amphibienwanderungen erwarten lassen, da z.B. auch Mäuse in die Eimer fallen können.
- In klaren Nächten ergibt sich im Laufe des Abends/der Nacht ein deutliches Temperaturgefälle zwischen Offenland (Strahlungsnächte) und Wald bzw. Gehölzflächen. Daher sind Angaben zu den Temperaturen und Wanderaktivitäten zwischen Offenland und Wald für beide Habitattypen getrennt aufzuführen.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
Literatur
- Hessisches Ministerium für Umwelt, ländlicher Raum und Verbraucherschutz – Abteilung Forsten und Naturschutz (HMULV 2006, Hrsg): Natura 2000. Die Situation der Amphibien der Anhänge II und IV der FFH-Richtlinie in Hessen, zusammengestellt von C. Geske, 158 S., Wiesbaden.
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste
- Schlüpmann, M. (2005): Bestimmungshilfen. – Rundbrief zur Herpetofauna NRW (Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen) Nr. 28: 1-36. Online im Internet: http://www.herpetofauna-nrw.de/downloads/rdbr28_april2005_bestimmungshilfen.pdf
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
- von Bülow, B.; Geiger, A. u. Schlüpmann, M. (2011): 3.13 Moorfrosch – Rana arvalis. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 725-762.
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.
- Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren, Jungtieren, Larven und Laich im Bereich der Laichgewässer und im weiteren terrestrischen Umfeld. Zur Zählung der Laichballen muss das gesamte Gewässer mit der Wathose abgesucht werden, da Springfrösche ihre Laichballen im gesamten Gewässer verteilt an Pflanzen oder Zweigen ablegen.
- Ausnahmsweise: Fangzaun zur Ermittlung von Aktivitätsdichten/Wanderverhalten (Wanderkorridore zwischen Sommerhabitaten und Winterquartieren).
- Sichtbeobachtung / Verhören: 3 Untersuchungstermine von Februar bis März. Sichtbeobachtung im weiteren terrestrischen Umfeld und im Bereich der Laichgewässer am gleichen Tag wie das Verhören.
- Fangzaun: Ab Ende Februar bis max. Ende März, nach Schneeschmelze bzw. Frostperiode und Nachttemperaturen über dem Gefrierpunkt.
- Verhören bevorzugt nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab), in günstigen Nächten kann sich die Aktivitätszeit verlängern.
- Sichtbeobachtung ganztägig möglich. Laichballenzählung bevorzugt am Tage.
- Erfassung bei Nachttemperaturen über dem Gefrierpunkt.
- Abschätzung der Populationsgröße durch Zählung der Laichballen, ggf. auch hilfsweise über Anzahl der rufenden Männchen.
- Fangzaun: Auswertung je Eimer über den Fangzeitraum, ggf. Bildung von Zaunabschnitten.
- Ermitteln von Bereichen hoher Wanderaktivität und solchen mit geringer oder fehlender Wanderaktivität auf Grundlage der verorteten Fangzahlen der gesamten Erhebungszeit.
- Von den Aktivitätsdichten können Bedeutung und Funktionen abgeleitet werden. Identifikation von Winterhabitaten ist möglich, ebenso von Wanderrichtungen.
- Ermittlung von Überwinterung in Korridoren: Bei quer zur Wanderrichtung aufgestellten Fangzäunen kann aus der Differenz der Fangzahlen beider Zäune überschlägig der Anteil der zwischen den Zäunen überwinternden Tiere ermittelt werden.
- Umzäunung von einzelnen Quartieren und Probeflächen: Absolute Zahlen können auf Gesamtfläche oder Anzahl der Ersatzlebensräume hochgerechnet werden. Lage zu den Laichgewässern ist zu beachten. Aussage, ob Ersatzquartier angenommen wurde und Anzahl überwinternder Tiere, zeitliche Veränderungen der abwandernden Tiere zwischen den Monitoringdurchgängen.
- Eine sichere Ansprache der 3 heimischen Braunfrösche, zu denen der Springfrosch zählt, bzw. des Braunfroschlaichs muss vorausgesetzt werden.
- Beim Verhören der Tiere kann der Einsatz von Unterwassermikrophonen hilfreich sein.
- Der Springfrosch laicht sehr früh, nach Möglichkeit ist die Hauptlaichzeit in der Kartierung erfassen.
- Die Hauptlaichzeit erstreckt sich beim Springfrosch nur über 3 bis 4 Tage, die dann zur Erfassung der rufenden Männchen genutzt werden sollte.
- Gute Bestandserfassungen erfolgen über das Auszählen der Laichballen.
- Die Eimer an den Fangzäunen sind mit kleinen Löchern zu versehen, damit Regenwasser ablaufen kann.
- Die Kontrollen der Eimer müssen in den frühen Morgenstunden/der Dämmerung durchgeführt werden, damit die Tiere nach dem Umsetzen die Möglichkeit haben, sich auf der anderen Zaunseite noch zu verstecken. Weiterhin wird mit dem frühen Absammeln vermieden, dass die Tiere austrocken oder Prädatoren aktiv werden. Bei Zaunlängen > 1000 m sollten die Kontrollen daher mit 2 Personen durchgeführt werden.
- Bei einer Frühjahrserhebung mit Fangzäunen sind die Kontrollen auch an Tagen durchzuführen, in denen die Temperaturen keine Amphibienwanderungen erwarten lassen, da z.B. auch Mäuse in die Eimer fallen können.
- In klaren Nächten ergibt sich im Laufe des Abends/der Nacht ein deutliches Temperaturgefälle zwischen Offenland (Strahlungsnächte) und Wald bzw. Gehölzflächen. Daher sind Angaben zu den Temperaturen und Wanderaktivitäten zwischen Offenland und Wald für diese Habitattypen getrennt aufzuführen.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
Literatur
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Abruf Februar 2014.
- Schlüpmann, M. (2005): Bestimmungshilfen. – Rundbrief zur Herpetofauna NRW (Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen) Nr. 28: 1-36. Online im Internet: http://www.herpetofauna-nrw.de/downloads/rdbr28_april2005_bestimmungshilfen.pdf, Abruf Februar 2014.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Universität Trier u. LANUV NRW (2021): Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. online verfügbar unter: https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.
- Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren in ihren Tagesverstecken unter Totholz, Brettern oder Steinen im weiteren terrestrischen Umfeld sowie Suche nach Jungtieren, Larven und Laich im Bereich der Laichgewässer.
- (Berücksichtigung von Fängen an Fangzäunen, wenn diese für andere Arten aufgestellt werden.)
- Sichtbeobachtung / Verhören: 3 Untersuchungstermine mit jeweils Verhören (Anzahl Rufer) und Sichtbeobachtung am gleichen Tag im Zeitraum April bis Mitte August. Begehung im Juli mit Schwerpunkt auf juvenilen Tiere und Larven.
- Sichtbeobachtung ganztägig möglich.
- Verhören nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab).
- Begehungen bevorzugt nach Regen an warmen Tagen, insbesondere vor und nach Gewittern und Regenperioden. Keine Erfassung in Frostnächten. Keine Erfassung in den sehr trockenen Wochen der Sommermonate.
- Abschätzung der Populationsgröße durch Verhören und Sichtbeobachtung der Tiere.
- Berücksichtigung der bei der Nachtbegehung durch Sichtbeobachtung ermittelten adulten Tiere und Larven.
- Der Einsatz von akustischen Klangattrappen hat sich in der Praxis nur bedingt bewährt und hängt wesentlich von der Erfahrung des Erfassers ab. Nachsuche nicht nur in den Gewässer, sondern auch in Tagesverstecken wie z. B. unter Totholz, Brettern oder Steinen. Das Auslegen von Schaltafeln, Förderbandmatten, Brettern im Nahbereich der Gewässer zur Bestandserfassung hat sich dabei bewährt.
- Eine zuverlässige Unterscheidung des Laichs von Kreuz- und Wechselkröte ist nicht möglich.
- Frisch abgesetzte Laichschnüre lassen sich tagsüber oder auch mit einer Lampe nachts in Verbindung mit dem Verhören der Rufer zählen. In Mischpopulationen von Kreuz- und Wechselkröte muss bei der Laichzählung eine Verwechslung ausgeschlossen werden.
- Die Unterscheidung von jungen Larven der Bufo-Arten ist schwierig, im fortgeschrittenen Stadium aber sind die Larven der Wechselkröte aufgrund der helleren, graubraunen Färbung gut zu erkennen.
- Ab Mitte September bis Mitte Oktober sind die adulten Tiere außerhalb der Fortpflanzungsphase in regnerischen Nächten auch gut nachts mit Hilfe von Lampen im Landlebensraum zu finden. In der Auswertung sind diese Funde nicht als Teil der systematischen Erfassung zu werten.
- Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/
Literatur
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Stand Februar 2014.
- Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
- Vences, M., Glaw, F. u. Hachtel, M. (2011): 3.11 Wechselkröte – Bufo viridis. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 667-688.
- Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Langsames Abgehen und Absuchen artspezifisch geeigneter Habitate. Zählung der durch Sichtbeobachtung und Fang ermittelten ausgewachsenen bis jungen Individuen.
- Für eine genauere Zählung sind die ausgewachsenen Tiere mittels ihrer individuellen Zeichnungsmuster zu unterscheiden. Dies ist teilweise auch ohne Fang mit einer Digitalkamera mit gutem Zoom möglich. Das Fangen mittels Schlinge erfordert einige Erfahrung. Verwendet wird eine maximal 0,2 mm dicke, durchsichtige Schnur. Damit gefangen werden vor allem adulte Tiere.
- Insgesamt 4 Begehungen: Anfang / Mitte April bis Mitte September (Jungtiererfassung ab Ende August bis Oktober), beste Zeit sind die ersten, sonnig-warmen Tage im April.
- Die Dauer einer Begehung soll (aufgrund der Vergleichbarkeit) jeweils 1 Stunde/ha bzw. Probefläche betragen.
- Sichtbeobachtungen ganztägig ab 8.00 möglich, besonders geeignet ist die Phase der ersten Sonneneinstrahlungen auf die Untersuchungsflächen.
- Der Schwerpunkt der Untersuchungen soll in der Regel vormittags bis ca. 11 Uhr und am späten Nachmittag von 15:00 Uhr bis 18 Uhr gelegt werden. Wesentlich sind aber die tägl. Witterungsbedingungen.
- Begehungen an warmen/schwülen und sonnigen Tagen sowie kühlen Tagen mit einzelnen sonnigen Abschnitten.
- Keine Erfassung in der prallen Mittagssonne.
- Keine Erfassung an Regentagen.
- Günstige Erfassungszeiten sind auch nach mehrtägigen Regen- oder Kälteperioden gegeben.
- Bestimmung der relativen Abundanz, die Anzahl der Tiere je Zeit- oder Flächeneinheit. Es ist empfehlenswert diesen Wert auch bei Schätzung der realen Population anzugeben.
- Abschätzung der Populationsgröße über Erhebung der Aktivität im Bezugsraum.
- Zählung individuell unterscheidbarer adulter Tiere.
- Fang-Wiederfangmethode zur Schätzung der realen Populationsgröße.
- Abschätzung der Anzahl oder des Anteils junger Tiere.
- Der Einsatz von künstlichen Verstecken (Schlangenbretter) hat sich bei der Mauereidechsen-Erfassung nicht bewährt. Die Sichterfassung ist die zentrale Erfassungsmethode kombiniert mit dem Schlingenfang.
- Die Mauereidechse gilt als leicht zu erfassende Art. Probleme können bei der Erfassung von sehr kleinen Populationen unter 50 Individuen auftreten, die je nach der Wettersituation an den Erfassungstagen in dem Erfassungsjahr über- oder unterschätzt werden können.
- Das Hauptkriterium einer erfolgreichen Reptilienkartierung ist das richtige Einschätzen von „günstigem Reptilienwetter“. Der Kartierungserfolg hängt daher wesentlich von der Erfahrung des Erfassers ab.
- Die Mauereidechse ist als einzige Reptilienart mitunter auch im Dezember an warmen Tagen aktiv. Erfassungen außerhalb der oben angegeben Zeiten sollen aber nicht in systematische Bestandserfassungen einfließen.
Literatur
- Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. 2009: Methoden der Feldherpetologie. Laurenti Verlag. Bielefeld. 424 Seiten.
- Dalbeck, L. u. Haese, U. (2011): 4.4 Mauereidechse – Podarcis muralis. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 1005-1034.
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Da Schlingnattern sich sehr verborgen aufhalten, erfolgt die Kartierung in erster Linie durch Absuchen von vorher ausgebrachten künstlichen Versteckplätzen, weiterhin auch durch Kontrolle natürlicher Versteckplätze und Sichtbeobachtung und Fang von Individuen. Dazu wird die Untersuchungsfläche langsam abgegangen, schwerpunktmäßig entlang linearer Strukturen mit Kontrolle der künstlichen und natürlichen Verstecke und Strukturen wie flach aufliegende Steine und Holz. Gesichtete Individuen werden möglichst per Hand gefangen und Länge, Besonderheiten sowie ggfs. Zeichnungsmuster (s.u.) über Foto festgehaltennotiert. Bei den Begehungen ist auch auf Schlangenhemden (Häutungsreste) ist zu achten.
- Künstliche Verstecke: Ausbringung von 6 bis 10 Schaltafeln, Förderbandmatten, Formbleche oder Dachpappen pro Hektar. Die künstlichen Verstecke werden frühzeitig (spätestens im März, besser im Herbst vor der Untersuchung) ausgebracht, damit sich unter den Brettern und Blechen die typischen Versteckstrukturen und Gerüche ausbilden können.
- Bei Fragestellungen, wo zumindest halbquantitative Daten erforderlich sind, können die adulten Tiere mittels ihrer individuellen Zeichnungsmuster unterschieden werden. Die Oberseite des Kopfes und der ersten Rückenschilder bietet dazu einen guten Ansatz. Die Dokumentation erfolgt über Fotos der gefangenen Tiere.
- 10 Termine: Sichtbeobachtung von Mitte April bis Mitte September (Jungtiere Erfassung ab Ende August); Kontrolle der künstlichen Verstecke April bis Oktober.
- Eine hohe Beobachtungswahrscheinlichkeit für ausgewachsene Tiere ist in den Monaten Mai und Juni gegeben.
- Richtwert für den Zeitaufwand: 1 Stunde pro ha Untersuchungsfläche und pro Begehung.
- Der Schwerpunkt der Erfassung soll von 8:00 Uhr bis 11:00 Uhr und am späten Nachmittag von 15:00 Uhr bis 18:00 Uhr gelegt werden.
- Kontrolle der Verstecke am frühen Morgen (bis etwa 10:00 Uhr) vor intensiver Besonnung, bei kühler Witterung und/oder bedecktem Himmel ganztägig.
- Ideal sind für die Kontrollen der Bleche und Bretter kühle Temperaturen bei überwiegend bedecktem Himmel mit einzelnen sonnigen Phasen. Dann weisen die künstlichen Verstecke den größten Temperaturunterschied zur Umgebung auf und sind für die Schlangen am attraktivsten.
- Begehungen an warmen/schwülen Tagen ohne direkte Sonnenstrahlung.
- Keine Erfassung in den sonnigen Mittagstunden.
- Keine Erfassung an Regentagen.
- Günstige Erfassungszeiten sind auch nach mehrtägigen Regen- oder Kälteperioden gegeben.
- Eine Abschätzung der Populationsgröße auf Grundlage der erfassten Individuen (juvenil, subadult, adult) und ihrer Häutungen allein durch regelmäßige Begehungen oder Kontrollen künstlicher Versteckplätze in einem Jahr ist nicht möglich.
- Die maximal ermittelte Zahl beobachteter Tiere ist anzugeben.
- Bei Fang und Fotografie der Tiere ist eine Ermittlung einer Individuenzahl möglich.
- Ggf. ist eine Schätzung der Population mittels Fang-Wiederfang möglich.
- Alleinige Sichtbeobachtungen im Gelände ohne Kontrolle von künstlichen Verstecken sind auch bei häufiger Begehungsfrequenz oft erfolglos.
- Der Einsatz von künstlichen Verstecken (Schlangenbretter) hat sich bei der Schlingnatter-Kartierung bewährt, weil diese Art zum Aufwärmen den Kontakt zum erwärmten Substrat sucht und sich nur selten einmal direkt sonnt.
- Dachpappen sollen nicht mit Bitumen beschichtet sein. Dieser löst sich bei Hitze auf und wird flüssig, was zu einer Schädigung der Tiere führt.
- Das Hauptkriterium einer erfolgreichen Reptilienkartierung ist das richtige Einschätzen von „günstigem Reptilienwetter“. Der Kartierungserfolg hängt daher wesentlich von der Erfahrung des Erfassers ab.
Literatur
- Bußmann, M.; Dalbeck, L.; Hachtel, M. u. Mutz, T. (2011): 4.6 Schlingnatter – Coronella austriaca. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 1080-1106.
- Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. 2009: Methoden der Feldherpetologie. Laurenti Verlag. Bielefeld. 424 Seiten.
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste
- Mutz, T. u. Glandt, D. (2004): Künstliche Versteckplätze als Hilfsmittel der Freilandforschung an Reptilien unter besonderer Berücksichtigung von Kreuzotter (Vipera berus) und Schlingnatter (Coronella austriaca). – Mertensiella 15: 186–196.
Artspezifisch geeignete Kartiermethoden (Methodensteckbriefe)
1. Bestandserfassung (Ersterhebung)
- Die Kartierung erfolgt durch langsames Begehen der Untersuchungsfläche und Zählung gesichteter Individuen, schwerpunktmäßig entlang linearer Strukturen. Strukturen, die sich zur Thermoregulation eignen (Grassoden, Zwergsträucher, Steine, Totholz, offene Bodenstellen, Gleisschotter etc.) werden gezielt abgesucht. Die Prüfung von Versteckplätzen unter Totholz und Steinen kann manchmal hilfreich sein, aber das Auslegen von künstlichen Versteckplätzen allein zum Nachweis der Zauneidechse hat sich nicht bewährt. Künstliche, vor der Kartierung ausgebrachte Versteckplätze können jedoch ergänzend bei gleichzeitiger Erhebung anderer Reptilienarten verwendet werden (6 – 10 Schlangenbretter oder Dachpappen pro Hektar für einen Zeitraum von mindestens 4 Monaten).
- Für eine genauere Zählung sind die adulten Tiere mittels ihrer individuellen Zeichnungsmuster zu unterscheiden. Dies ist teilweise auch ohne Fang mit einer Digitalkamera mit gutem Zoom möglich. Ggf. ist aber auch ein Fang mit Hilfe eines Keschers mit flacher Seite oder mit roten Eimern, leicht gefüllt mit etwas trockenem Gras, möglich. Der Kescher oder der Eimer wird dem Boden angelegt und die Tiere werden vorsichtig in den Kescher oder den Eimer gejagt (sie betrachten die Struktur als Versteckplatz). Ein Kescher kann auch vorsichtig übergestülpt werden.
- Das Fangen mittels Schlinge erfordert einige Erfahrung. Verwendet wird eine maximal 0,2 mm dicke, durchsichtige Schnur. Damit gefangen werden vor allem adulte Tiere.
- Insgesamt 6 Begehungen im Zeitraum Mitte April bis Mitte September (bei günstiger Witterung optional bis Mitte Oktober zusätzliche Begehungen).
- Eine hohe Beobachtungswahrscheinlichkeit ist in den Monaten Mai und Juni gegeben.
- Zur Erfassung von Jungtieren sollen die Gebiete ab Mitte August und im September kontrolliert werden.
- Sichtbeobachtungen ganztägig ab 8.00 oder 9:00 Uhr möglich.
- Der Schwerpunkt der Untersuchungen sollte von 9:00 Uhr bis 10:00 Uhr, an sehr warmen Tagen auch bereits ab 8:00 Uhr, und am späten Nachmittag von 15:00 Uhr bis 18 Uhr gelegt werden.
- Eine Nachsuche in den Mittags- und frühen Nachmittagsstunden ist an heißen Tagen nicht zu empfehlen.
- Begehungen an warmen/schwülen Tagen ohne direkte Sonnenstrahlung.
- Keine Erfassung in den sonnigen Mittagstunden.
- Keine Erfassung an Regentagen.
- Günstige Erfassungszeiten sind auch nach mehrtägigen Regen- oder Kälteperioden gegeben.
- Bestimmung der relativen Abundanz, die Anzahl der Tiere je Zeit- oder Flächeneinheit. Es ist empfehlenswert diesen Wert auch bei Schätzung der realen Population anzugeben.
- Abschätzung der Populationsgröße auf Grundlage der erfassten Individuen (juvenil, subadult, adult) unter Berücksichtigung der Strukturen des Untersuchungsraumes.
- Zählung individuell unterscheidbarer adulter Tiere.
- Fang-Wiederfangmethode zur Schätzung der realen Populationsgröße.
- Abschätzung der Anzahl oder des Anteils junger Tiere.
- Das Hauptkriterium einer erfolgreichen Reptilienkartierung ist das richtige Einschätzen von „günstigem Reptilienwetter“. Der Kartierungserfolg hängt daher wesentlich von den Erfahrung des Erfassers ab.
- Der Einsatz von künstlichen Verstecken (Schlangenbretter) hat sich bei der Erfassung der Zauneidechse nicht bewährt. Künstliche Verstecken können aber ergänzend mit in die Erhebung einbezogen werden, wenn gleichzeitig andere Reptilien erfasst werden.
- Künstliche Verstecke für die Eidechsen sind nicht erforderlich, weil die Tiere eindeutig das direkte Sonnen bevorzugen. Da das Auslegen von Brettern und Blechen bei der Zauneidechse sehr aufwändig im Verhältnis zu dem Effekt zusätzlicher Fänge ist, soll bei der Zauneidechse primär das Erfassen und Zählen der sich sonnenden Tiere per Sichtbeobachtung als Erfassungsmethode angewendet werden.
- Im Mai lassen sich die geschlechtsreifen Tiere am besten erfassen. Ab August sind adulte Männchen kaum noch zu finden und auch die Anzahl der beobachteten Weibchen wird deutlich geringer. Ab Mitte bis Ende August und im September lassen sich die diesjährigen Jungtiere zum Teil in größeren Mengen nachweisen.
Literatur
- Bosbach, G. u. Weddeling, K. (2005): Zauneidechse, Lacerta agilis (Linnaeus, 1758). In: Doerpinghaus, A., Eichen, C.; Gunnemann, H.; Leopold, P.; Neukirchen, M.; Petermann, J. u. Schröder, E. (Bearb.): Methoden zur Erfassung von Arten der Anhänge IV und V der Fauna-Flora-Habitat-Richtlinie. – Naturschutz und Biologische Vielfalt 20: 285–289.
- Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. 2009: Methoden der Feldherpetologie. Laurenti Verlag. Bielefeld. 424 Seiten.
- Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen (LANUV, 2010): FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter https://ffh-arten.naturschutzinformationen.nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Stand Februar 2014.
- Venne, C. (2006): Zur Situation der Zauneidechse (Lacerta agilis Linnaeus, 1758) im Landschaftsraum Senne. – Berichte des Naturwissenschaftlichen Vereins für Bielefeld und Umgegend 46: 321–335.
- Willigalla, C., Hachtel, M., Kordges, T. u. Schwartze, M. (2011): 4.2 Zauneidechse – Lacerta agilis. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 943-976.