1.1.1. Kartiermethode: Verhören, Sichtbeobachtung, Reusenfang, Keschern

• Verhören: Registrierung rufender adulter Individuen.3 Begehungen, rufende Männchen an feucht-warmen Tagen abends bis 24 Uhr. Die sehr leisen Paarungsrufe unter Wasser sind bereits wenige Meter vom rufenden Tier entfernt am Ufer nicht mehr zu hören. Der Einsatz eines Unterwassermikrofons zur Erfassung rufender Tiere (siehe Chmela u. Kronshage 2011, Frommholt et al. 2008) wird neben dem reinen Verhören empfohlen. Hiermit können vor allem die am Gewässerboden in größeren Tiefen (> 1m) sitzenden und rufenden Männchen erfasst werden, die sonst an der Oberfläche nicht zu hören sind. In strukturreichen Gewässern mit sehr dichter Unterwasservegetation kann der Einsatz des Unterwassermikrofons aber auch stark eingeschränkt sein. Zum Nachweis von Rufaktivitäten können auch sog. Horchboxen (Hydrofon gekoppelt an ein Aufnahmegerät) eingesetzt werden (zum Einsatz von Hydrofonen vgl. Chmela u. Kronshage 2011, Frommholt et al 2008). Erfahrungen mit dem Einsatz von Hydrophonen und Horchboxen müssen weiter gesammelt und auch dokumentiert werden.
• Sichtbeobachtung: Suche nach adulten Tieren tagsüber im Bereich der Laichgewässer.
• Reusenfang zur Erfassung von Larven bzw. Jungtieren, Einsatz von Flaschenreusen (Dreiergruppen) in Kombination mit Eimerreusen. Abstand der Flaschenreusen im Uferbereich von 5 m. Gleiche Anzahl Eimerreusen und Flaschenreusen z.B. 25 m Uferlinie mit 5 Dreiergruppen Flaschenreusen und 5 Eimerreusen.
• Bei Uferlänge > 150 m = Gewässer > 1.800 m² können die Abstände auf bis zu 10 m vergrößert werden.
• Keschern in der Freiwasserzone und in der Ufervegetation. Kescherfang zum Nachweis von Larven ist obligatorisch, wenn das Aufstellen von Reusen nicht möglich ist.
• Fangzaun: Umzäunung der Laichgewässer mit Amphibienzaun und Fangeimern zur Ermittlung während der Frühjahrswanderung.

1.1.2. Termine:

• Sichtbeobachtung / Verhören (Adulti): 3 Begehungstermine im Zeitraum April bis Mitte Mai am gleichen Tag wie das Verhören.
• Reusenfang: 2 Reusen-Erfassungen in der Zeit von Juni-Juli (zum Teil bis in den August hinein).
• Keschern einmal bei Begehung im Juni/Juli, wenn kein Reusenfang oder ergänzend zum Reusenfang.
• Fangzäune von Anfang März bis Ende April – abhängig von dem Witterungsverlauf.

1.1.3. Günstige Tageszeit:

• Sichtbeobachtung tagsüber.
• Verhören nach Einbruch der Dunkelheit bis 23:00/24:00 Uhr (danach nehmen die Aktivitäten der adulten Tiere ab), in günstigen Nächten kann sich die Aktivitätsphase verlängern.
• Reusenerfassung: Ausbringen der Reusen tagsüber, Fangzeit über Nacht, Kontrolle am nächsten Tag; Reusen in der Zeit von 14:00 Uhr - 18:00 Uhr aufstellen und am Folgetag zwischen 6:00 Uhr und 14:00 Uhr wieder einholen Kontrolle Fangeimer am Amphibienzaun in der Morgendämmerung.

1.1.4. Günstige Witterungsbedingungen:

• Begehungen / Verhören vorzugsweise nach Regen in warm-feuchten Nächten.
• Keine Erfassung in Frostnächten.

1.1.5. Auswertung der Bestandserfassung:

• Abschätzung der Populationsgröße vor allem durch Verhören und evtl. Sichtbeobachtungen der Tiere. Bei rufstarken Gruppen ist nur eine Schätzung der Anzahl möglich.
• Reproduktionserfolg wird durch Ergebnisse der Reusen- und Kescherfänge belegt.

1.1.6. Hinweise:

• Die Knoblauchkröte gilt allgemein als sehr schwer zu erfassende Art. Daher ist ein höherer Erfassungsbedarf zu berücksichtigen.
• Paarungsbereite Männchen lassen sich durch Pfeifen provozieren (Simon 2015: 50).
• Ein Nachweis der Knoblauchkröte in den Fortpflanzungsgewässern zur Laichzeit durch Verhören ist möglich und ist die wichtigste Nachweismethode. Bei größeren und tieferen Gewässern kann sich aufgrund einer reinen akustischen Erfassung vom Ufer aus (Ruferzahlen) ein unzureichendes Bild der Gesamtzahl ergeben.
• Die Knoblauchkröte lebt sehr versteckt. Nachweise im Landhabitat trotz geeigneter Witterung sind selten und können allenfalls als Zusatzinformationen genutzt werden, nicht aber für Aussagen zu Aktivitätsdichten. Die meist erfolglosen Landhabitatbegehungen können daher allenfalls ergänzend durchgeführt werden.
• Ergänzend ist ggf. die Suche mittels Spürhunden erfolgversprechend (vgl. Angaben in Geiger et al. 2019: 28).
• Zur Bestandserfassung sind nach Möglichkeit ergänzend die Hauptwandernächte zu ermitteln.
• Ein Nachweis der sehr großen Larven der Knoblauchkröte mit Molchreusen (Reusenfallen) ist möglich. Eine kombinierte Bestandserfassung z. B. mit dem Kammmolch ist sehr gut möglich.
• Der Abstand der Reusen zueinander soll je Gewässer gleich groß und somit repräsentativ sein.
• Aufgrund der schwierigen Erfassung der Knoblauchkröte wird ergänzend eine Zaunerfassung (Abschranken der Laichgewässer) empfohlen, um die Populationsgröße zu ermitteln. Die oft nur noch sehr kleinen Populationen sind über die Anzahl der anwandernden Tiere am besten zu erfassen. Dazu ist aber ein erheblicher Zeit- und Arbeitsaufwand erforderlich. Liegen Daten von Krötenschutzzäunen an Straßen aus der (nahen) Gewässerumgebung vor, sollten diese immer mit berücksichtigt werden.
• In sehr warmen Frühjahren kann es witterungsbedingt vorkommen, dass Wasser- und Laubfrösche schon sehr zeitig rufen. Eine gleichzeitige akustische Erfassung der Knoblauchkröte ist dann zu späten Terminen nicht mehr möglich.
• Die besten Zeiten zur Rufererfassung sind die Abendstunden.
• Verwechslungsgefahr besteht bei den sehr großen Kaulquappen mit großen Wasserfroschquappen. Larvenspezifische Bestimmungsmerkmale, wie z.B. das Mundfeld, ermöglichen aber eine eindeutige Bestimmung.
• Das charakteristische Färbungsmuster der Oberseite (Rückenzeichnung) adulter Tiere kann gut zur fotografischen Wiedererkennung genutzt werden. Aufgrund des sehr seltenen Vorkommens und der überwiegend kleinen Populationen wird eine solche Dokumentation vorgeschlagen.
• Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als “Hygieneprotokoll” veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/

1.2. Umwelt-DNA-Nachweis (Präsenznachweis)

1.2.1. Kartiermethode: Probenahme von Umwelt-DNA an Gewässern

• Erfassung an artspezifisch geeigneten Gewässern durch Umwelt-DNA-Analyse (eDNA). Diese Methode ist v.a. dann eine sinnvolle Ergänzung zu den o.g. Methoden, wenn ein Vorkommen möglich, bislang aber nicht nachgewiesen ist und wenn zur Beantwortung der Fragestellung der Artnachweis (Präsenz) ausreichend ist (vgl. Schmidt u. Grünig 2017). Die Nachweiswahrscheinlichkeit dieser Methode liegt bei der Knoblauchkröte zwischen 75 und 100% (Herder et al. 2014; Herder 2013; Thomsen et al. 2012). Bei Fragestellungen die semiquantitative Angaben benötigen (Nachweis erfolgreicher Reproduktion, Schätzung der Besiedlungsdichte / Populationsgröße) sind i.d.R. die Standarderfassungsmethoden unter 1.1.1 anzuwenden.
• Folgende Angaben stellen eine Zusammenfassung der wichtigsten Eckpunkte für die Beprobung dar. (Eine ins Detail gehende Beschreibung der Vorgehensweise bei der Gewässerbeprobung, der benötigten Utensilien (Materialliste), der Vorgehensweise bei Lagerung und Versand der Proben sowie Angaben zu Desinfektion und Reinigung kann u.a. Arnal 2019 entnommen werden).
• Wasserprobennahme in 1m Abstand zum Ufer in ca. 10 cm in vorbereitete Sampling Submission Forms (SSF).
• Position der Probenahme(n) in geeigneten Mikrohabitaten entsprechend den Habitatansprüchen und der vermuteten Hauptaufenthaltsbereiche der Art innerhalb der Gewässer (tiefere Stellen mit Anteilen submerser Vegetation) nach fachgutachterlicher Festlegung im Einzelfall.
• Eine Mischprobe / Gewässer, Anzahl der (Teil-)Proben abhängig von Gewässergröße
  • kleiner 50 m² = 3-5 Probenahmestellen
  • 50 – 500 m² = 6-10 Probenahmestellen
  • größer 500 m² = 11-20 Probenahmestellen
• Bei einem Gewässer-Komplex können, abhängig von der Fragestellung, entweder Laborproben für jedes einzelne Gewässer oder eine Mischprobe für den gesamten Komplex gesammelt werden (vgl. Arnal 2019).
• Durchführung: Gewässerprobe (50 ml Teichwasser) in PET-Flasche umfüllen. PET-Flasche mit den gesammelten Gewässerproben verschliessen und kräftig schütteln. Tubes mit vorabgefülltem Puffer und QR-Code mit jeweils 15 ml der gemischten Wasserprobe füllen (= Laborprobe). Probenahmestellen auf Karte einzeichnen und GPS Punkt aufnehmen.
• Desinfektion und Reinigung der Probenahmewerkzeuge entsprechend Arnal (2019) nach jeder (Teil-)Probenahme zur Vermeidung von DNA-Kontaminationen bzw. Verschleppung und zur Vermeidung von Krankheitsübertragung analog zum „Hygieneprotokoll“ (Uni Trier u. LANUV 2021).

1.2.2. Termine:

• Eine Begehung/Beprobung.
• Erhebungszeitpunkt während der Hauptaufenthaltszeit der Knoblauchkröte im Gewässer entsprechend Anhang 5 zwischen April und Mai, vorzugsweise Mitte Mai. Aufgrund der langen Anwesenheit der Larven innerhalb der Gewässer, ist die Art in Reproduktionsgewässern länger nachweisbar.
• Gutachterlich entsprechend lokalen Gegebenheiten /Erfahrungswerten bezüglich der Aufenthaltszeit der Art im Gewässer zu bestimmen / anzupassen.
• Witterung und Tageszeit spielen bei der Probenahme keine Rolle.

1.2.3. Auswertung der Bestandserfassung:

• Unterschieden werden bei der Analyse der Daten, abhängig von der Menge an erfasster Art-DNA (Anzahl „reads“): kein Nachweis, unsicherer Nachweis, sicherer Nachweis.
• Die Nachweiswahrscheinlichkeit (vgl. Schmidt u. Grünig 2017) ist u.a. abhängig von der Anzahl der Individuen im Gewässer, der Verteilung der Individuen im Gewässer sowie der eDNA Ausscheiderate der Art.
• Qualitative Nachweismethode (reiner Artnachweis); bei hoher DNA-Konzentration ist entweder die Dichte der Tiere hoch oder aber die Probe wurde in unmittelbarer Nähe eines Tieres entnommen.
• Weitere Angaben zur Bewertung / Interpretation der Ergebnisse s. Microsynth et al. (2018).

1.2.4. Hinweise:

• Ist die Beprobung auf die Erfassung des gesamten oder eines Teils des Artenspektrums eines Gewässers ausgelegt (bzw. auf mehrere Arten mit jahreszeitlich unterschiedlicher Präsenz im Gewässer), sind mindestens 2 Beprobungsdurchgänge zu empfehlen, z.B. 1. Aprilhälfte für Frühlaicher und Mitte Mai für Spätlaicher (regionale Abweichungen sind zu beachten). Die eDNA-Mengen im Wasser sinken schnell, wenn eine Art das Gewässer verlässt. eDNA bleibt im Wasser etwa zwei bis drei Wochen lang nachweisbar. Eine Art kann also nur dann im Gewässer nachgewiesen werden, wenn sie darin aktuell präsent ist oder (bis vor kurzem) war. Umgekehrt ist es so, dass sich die eDNA-Konzentration rasch aufbaut, wenn eine Art ins Gewässer kommt. Dies bedeutet einerseits, dass ein Nachweis zeigt, dass eine Art zum Zeitpunkt der Probennahme im Gewässer vorkommt. Andererseits verlangt diese Beobachtung, dass Wasserproben zwingend während der Aktivitätsperiode der jeweiligen Zielarten gesammelt werden.
• Die Nachweiswahrscheinlichkeit dieser Methode liegt bei der Knoblauchkröte zwischen 75 und 100% (Herder et al. 2014; Herder 2013; Thomsen et al. 2012) und damit vergleichbar wie die unter Pkt. 1.1.1 beschriebenen herkömmlichen Erfassungsmethoden.

Literatur

• Arnal et al. (2019): Methodik eDNA Amphibien Feldprobenahme. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; IC Infraconsult AG Bern; Info fauna / karch Neuchâtel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher Bregenz. http://arnal.ch/media/files/methodik_edna_2019_190122_d.pdf 12pp.
• Geiger, A. et al. (2019): Schnüffeln für den Artenschutz - Spürhunde suchen und finden Knoblauchkröten – Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen – Natur in NRW – Zeitschrift für den Naturschutz in NRW: S. 28, 29
• Herder, J.; Valentini, A. Bellemain, E. Dejean, T; van Delft, J.; Thomsen, F u. P. Taberlet (2014): Environmental DNA - a review of the possible applications for the detection of (invasive) species. 112 p. - http://www.environmental-dna.nl/Portals/7/Herder%20et%20al%202014%20-%20Environmental%20DNA%20review.pdf
• Chmela, C. u. A. Kronshage (2011): 3.8 Knoblauchkröte – Pelobates fuscus. - In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien in Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens, Band 1: 543-582.
• Frommholt, K.-H., Kaufmann, M., Mante, S. u. M. Zadow (2008): Die Lautäusserungen der Knoblauchkröte (Pelobates fuscus) und Möglichkeiten einer akustischen Bestandserfassung der Art. – Rana, Sonderheft 5: 101-102.
• Kronshage, A., Schlüpmann, M., Beckmann, C., Weddeling, K., Geiger, A., Haacks, M. u. Böll, S. (2014): Empfehlungen zum Einsatz von Wasserfallen bei Amphibienerfassungen. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 293 - 358.
• Microsynth et al. (2018): Interpretationshilfe Amphibiennachweis mittels eDNA. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; C Infraconsult AG Bern; Info fauna / karch Neuchâtel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher. http://arnal.ch/media/files/interpretationshilfe_edna_2019_190122_d.pdf. 7pp.
• Rees, H. C., K. Bishop, D. J. Middleditch, J. R. M. Patmore, B. C. Maddison u. K. C. Gough (2014): The application of eDNA for monitoring of the Great Crested Newt in the UK. – Ecology and Evolution 4: 4023–4032.
• Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
• Schlüppmann, M. (2014): Untersuchungen und Monitoring von Amphibien mit Wasserfallen aus einfachen Mitteln. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 117 - 160.
• Schmidt, B.R. u. C.R. Grünig (2017): Einsatz von eDNA im Amphibien-Monitoring. - WSL-Berichte (Forum des Wissens) 60: 57-62.
• Simon, B. (2015): Geländearbeit und Datenbeschaffung. IN: Grosse, W.-R. et al. (2015): Die Lurche und Kriechtiere des Landes Sachsen-Anhalt unter besonderer Berücksichtigung der Arten der Anhänge der Fauna-Flora-Habitat-Richtlinie sowie der kennzeichnenden Arten der Fauna-Flora-Habitat-Lebensraumtypen – Berichte des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt 4: 47 - 54.
• Schmidt, B.R. u. S. Ursenbacher (2015): Umwelt-DNA als neue Methode zum Artnachweis in Gewässern. - Zeitschrift für Feldherpetologie 22: 1-10.
• Thomsen, P.F.; Kielgast, J.; Iversen, L.L.; Wiuf, C.; Rasmussen, M.; Gilbert, M.T.P.; Orlando, L.; Willerslev, E. (2012): Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA. Mol. Ecol. 21: 2565–2573.
• Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf