1.1.1. Kartiermethode: Sichtbeobachtung, Reusenfang, Keschern, Fangzaun

• Sichtbeobachtung zum Nachweis aller Altersstadien.
• Reusenfang: dreimalige Reusenerfassung zum Nachweis aller Altersstadien; Einsatz von Flaschenreusen (Dreiergruppen) in Kombination mit Eimerreusen (tiefere Gewässerbereiche). Abstand der Flaschenreusen im Uferbereich von 5 m. Gleiche Anzahl Eimerreusen und Flaschenreusen z.B. 25 m Uferlinie mit 5 Dreiergruppen Flaschenreusen und 5 Eimerreusen (vgl. Schlüpmann 2014). Bei Uferlänge > 150 m = Gewässer > 1.800m² können die Abstände auf bis zu 10 m vergrößert werden (zum Bau, zum Einsatz und zur Handhabung vgl. Schlüpmann 2009, 2014, Kronshage et al. 2014). Alternativ in tieferen Gewässerbereichen: Gaze-Kastenreusen z.B. Typ Henf II, je 5 m Uferlänge 1 Reuse, bei Gewässern > 50 m Länge 1 Reuse je 10 m Uferlinie.
• Kescherfang: erfolgt nur, wenn Reusenfang nicht möglich ist. Der Kescher sollte einen stabilen Stahlrahmen und ein flach gespanntes Netztuch haben (vgl. Schlüpmann u. Kupfer 2009): gekeschert wird "blind", ohne dass man Molche oder Larven unbedingt sieht.
• Fangzaun: Erfassung mit Folien-Fangzaun, zur Anwanderrichtung hin konkav gewölbt mit einer Höhe von 50 cm oder mehr, alle 10 m ein ebenerdig und bündig an den Zaun eingegrabener Fangeimer. Die Kontrolle der Fangeimer erfolgt während der rd. 6-wöchigen Fangperiode täglich morgens ab Beginn der Dämmerung. Bestimmung der gefangenen Tiere nach Art und Geschlecht. Die Fangzäune werden je nach Fragestellung angeordnet – Umzäunung von Gewässern, Winterquartieren oder Probeflächen, linienhafte Zäune oder Fangkreuze.
• Ergänzend ggf. Suche nach Eiern (Simon (2015: 50).

1.1.2. Termine:

• Sichtbeobachtung / Reusenfang: 3 Untersuchungstermine im Zeitraum Mitte April bis August.
  • Erfassung der adulten Tiere Mitte April bis Mitte Juli (zweimaliger Reuseneinsatz mit paralleler Sichtbeobachtung).
  • Reproduktionskontrolle (Larvennachweis) Mitte Juli bis August (einmaliger Reuseneinsatz mit paralleler Sichtbeobachtung). Zur Erfassung der Kammmolch-Larven mit Reusenfallen sollten diese die Maximalgröße erreicht haben, das ist im August der Fall.
• Fangzäune: Ab Ende Februar, nach Schneeschmelze bzw. Frostperiode und Nachttemperaturen über dem Gefrierpunkt, Ermittlung von Aktivitätsdichten/Wanderverhalten in Landlebensräumen mit Fangkreuzen nach der Laichzeit.

1.1.3. Günstige Tageszeit:

• Sichtbeobachtung in der Dämmerung und nachts mit starker Taschenlampe möglich.
• Reusenerfassung: Reusen in der Zeit von 14:00 Uhr - 18:00 Uhr aufstellen und am Folgetag zwischen 6:00 Uhr und spätestens 14:00 Uhr wieder einholen. Hinweis: bei hohen Temperaturen sollte unbedingt versucht werden, die Fallen erst gegen Abend auszubringen und am nächsten Morgen bis 10:00 Uhr eingeholt zu haben um Individuenverluste zu vermeiden.
• Keschern ist ganztätig möglich.

1.1.4. Günstige Witterungsbedingungen:

• Keine Exposition der Reusen in Frostnächten.
• Bei Starkregenfällen kein Einsatz von Flaschenreusen.

1.1.5. Auswertung der Bestandserfassung:

• Abschätzen der Aktivitätsdichte durch Beprobung der Laichgewässer mittels Reusenfallen. Zur Berechnung vgl. Schlüpmann 2009. Eine weitere Möglichkeit besteht in der Auszählung der gefangenen Tiere in den fängig gestellten Fanggefäßen an einer das Gewässer vollständig umgebenden Amphibienschutzanlage.
• Auswertung je Eimer über den Fangzeitraum, gegebenenfalls Bildung von Zaunabschnitten.
• Ermitteln von Bereichen hoher Wanderaktivität und solchen mit geringer oder fehlender Wanderaktivität auf Grundlage der verorteten Fangzahlen der gesamten Erhebungszeit.
• Ermittlung von Überwinterung in Korridoren: Bei quer zur Wanderrichtung aufgestellten Fangzäunen kann aus der Differenz der Fangzahlen beider Zäune überschlägig der Anteil der zwischen den Zäunen überwinternden Tiere ermittelt werden.
• Umzäunung von einzelnen Quartieren und Probeflächen: Absolute Zahlen können auf Gesamtfläche oder Anzahl der Ersatzlebensräume hochgerechnet werden. Die Lage zu den Laichgewässern ist zu beachten. Aussage, ob Ersatzquartier angenommen wurde und Anzahl überwinternder Tiere, zeitliche Veränderungen der abwandernden Tiere zwischen den Monitoringdurchgängen ist möglich.
• Von den Aktivitätsdichten können Bedeutung und Funktionen abgeleitet werden, Identifikation von Winterhabitaten ist möglich, ebenso von Wanderrichtungen.

1.1.6. Hinweise:

• Die Reusen sind fachgerecht anzuwenden, um Tierverluste zu vermeiden.
• Die Beifänge sind zu dokumentieren.
• Bei dem Vorhandensein von Amphibienschutzzäunen (Zaun mit Fanggefäßen) an Straßen sollten die Fangzahlen wandernder Kammmolche mit berücksichtigt werden.
• Bei der Übernahme von Fremddaten ist die richtige Unterscheidung von Teich- und Kammmolch kritisch zu prüfen.
• Flaschenreusen führen zu gleichwertigen Erfassungsergebnissen, wenn eine Dreiergruppe mit Flaschenreusen als eine Falleneinheit gezählt wird.
• Eine individuelle Wiedererkennung ist durch Fotografie des Bauchmusters adulter Tiere möglich.
• Die Fangeimer an den Landzäunen sind mit kleinen Löchern am Eimerboden zu versehen, damit Regenwasser ablaufen kann.
• Die Kontrollen müssen in den frühen Morgenstunden/der Dämmerung durchgeführt werden, damit die Tiere nach dem Umsetzen auf die andere Zaunseite noch die Möglichkeit haben, sich zu verstecken. Weiterhin wird mit dem frühen Absammeln vermieden, dass die Tiere austrocknen oder Prädatoren aktiv werden. Für die Erhebungen mit Fangkreuz gilt dies nochmals verstärkt, da diese Methode auch im Sommer/Spätsommer zur Anwendung kommt.
• Bei Zaunlängen > 1000 m sollten die Kontrollen daher mit 2 Personen durchgeführt werden.
• Bei einer Frühjahrserhebung mit Fangzäunen sind die Kontrollen auch an Tagen durchzuführen, in denen die Temperaturen keine Amphibienwanderungen erwarten lassen, da z.B. auch Mäuse in die Eimer fallen können. Das Einbringen von Stöckchen, an denen die Mäuse aus den Eimern heraus klettern können ist bei dem Vorkommen von Molcharten nicht möglich, da die Molche daran auch aus den Eimern klettern.
• In klaren Nächten ergibt sich im Laufe des Abends/der Nacht ein deutliches Temperaturgefälle zwischen Offenland (Strahlungsnächte) und Wald bzw. Gehölzflächen. Daher sind Angaben zu den Temperaturen und Wanderaktivitäten zwischen Offenland- und Waldhabitaten getrennt aufzuführen.
• Keschern ist in großen und tiefen Gewässern ungeeignet (Kupfer u. von Bülow (2011): 377).
• Im Zusammenhang mit Kartiertätigkeiten in (semi-)aquatischen Lebensräumen haben sich hochinfektiöse Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) in den vergangenen Jahren zu einer schwerwiegenden Bedrohung für die heimische Amphibienfauna entwickelt. Es ist dringend geboten, die Ausbreitung der Krankheitserreger zu erschweren. Kartierer, die sich in (semi-)aquatischen Lebensräumen von Amphibien aufhalten, müssen dringend die Hygieneregeln der Universität Trier einhalten, die vom LANUV als "Hygieneprotokoll" veröffentlicht wurden (Uni Trier u. LANUV 2021). Zur Verhinderung der Übertragung eines Krankheitserregers zwischen Populationen sollten bei einem Wechsel zwischen zwei Gewässern die Stiefel, Kescher, Fallen etc. gründlich mit Wasser gereinigt und desinfiziert werden und alles anschließend gut getrocknet werden. Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/

1.2. Umwelt-DNA-Nachweis (Präsenznachweis im Rahmen des Monitorings)

1.2.1. Kartiermethode: Probenahme von Umwelt-DNA an Gewässern

• Erfassung an artspezifisch geeigneten Gewässern durch Umwelt-DNA-Analyse (eDNA). Diese Methode ist v.a. dann eine sinnvolle Ergänzung zu den o.g. Methoden, wenn ein Vorkommen möglich, bislang aber nicht nachgewiesen ist und wenn zur Beantwortung der Fragestellung der Artnachweis (Präsenz) ausreichend ist (vgl. Schmidt u. Grünig 2017). Die Nachweiswahrscheinlichkeit dieser Methode liegt beim Kammmolch > 90%, vgl. Biggs et al. 2014 und Thomsen et al. 2012). Bei Fragestellungen die semiquantitative Angaben benötigen (Nachweis erfolgreicher Reproduktion, Schätzung der Besiedlungsdichte / Populationsgröße) sind i.d.R. die Standarderfassungsmethoden unter 1.1.1 anzuwenden.
• Folgende Angaben stellen eine Zusammenfassung der wichtigsten Eckpunkte für die Beprobung dar. Eine konkrete, ins Detail gehende Beschreibung der Vorgehensweise bei der Gewässerbeprobung, der benötigten Utensilien (Materialliste), der Vorgehensweise bei Lagerung und Versand der Proben sowie Angaben zu Desinfektion und Reinigung kann u.a. Arnal (2019) entnommen werden).
• Wasserprobennahme in 1m Abstand zum Ufer in ca. 10 cm in vorbereitete Sampling Submission Forms (SSF).
• Position der Probenahme(n) in geeigneten Mikrohabitaten entsprechend den Habitatansprüchen und der vermuteten Hauptaufenthaltsbereiche der Art innerhalb der Gewässer (tiefere Stellen mit Anteilen submerser Vegetation) nach fachgutachterlicher Festlegung im Einzelfall.
• Eine Mischprobe / Gewässer, Anzahl der (Teil-)Proben abhängig von Gewässergröße
  • 50 m2 = 3-5 Probenahmestellen
  • 50 – 500 m2 = 6-10 Probenahmestellen
  • 500 m2 = 11-20 Probenahmestellen
• Durchführung: Gewässerprobe (50 ml Teichwasser) in PET-Flasche umfüllen. PET-Flasche mit den gesammelten Gewässerproben verschliessen und kräftig schütteln. Tubes mit vorabgefülltem Puffer und QR-Code mit jeweils 15 ml der gemischten Wasserprobe füllen (= Laborprobe). Probenahmestellen auf Karte einzeichnen und GPS Punkt aufnehmen.
• Desinfektion und Reinigung der Probenahmewerkzeuge entsprechend Arnal (2019) nach jeder (Teil-)Probenahme zur Vermeidung von DNA-Kontaminationen bzw. Verschleppung und zur Vermeidung von Krankheitsübertragung analog zum Hygieneprotokoll (Uni Trier u. LANUV 2021).

1.2.2. Termine / Zeitraum:

• Erhebungszeitpunkt während Hauptaufenthaltszeit des Kammmolchs im Gewässer entsprechend Anhang 5, vorzugsweise Ende Mai. Gutachterlich entsprechend lokalen Gegebenheiten / Erfahrungswerten bezüglich der Aufenthaltszeit der Art im Gewässer zu bestimmen / anzupassen.
• Witterung und Tageszeit spielen bei der Probenahme keine Rolle.

1.2.3. Auswertung der Bestandserfassung:

• Unterschieden werden bei der Analyse der Daten, abhängig von der Menge an erfasster Art-DNA (Anzahl "reads"): 0 = kein Nachweis, 1 = unsicherer Nachweis und 2 = sicherer Nachweis.
• Die Nachweiswahrscheinlichkeit (vgl. Schmidt u. Grünig 2017) ist u.a. abhängig von der Anzahl der Individuen im Gewässer, der Verteilung der Individuen im Gewässer sowie der eDNA Ausscheiderate der Art
• Qualitative Nachweismethode (reiner Artnachweis); bei hoher DNA-Konzentration ist entweder die Dichte der Tiere hoch oder aber die Probe wurde in unmittelbarer Nähe eines Tieres entnommen.
• Weitere Angaben zur Bewertung / Interpretation der Ergebnisse s. Microsynth et al. (2018).

1.2.4. Hinweise

• Ist die Beprobung auf die Erfassung des gesamten oder eines Teils des Artenspektrums eines Gewässers ausgelegt (bzw. auf mehrere Arten mit jahreszeitlich unterschiedlicher Präsenz im Gewässer), sind mindestens 2 Beprobungsdurchgänge zu empfehlen, z.B. 1. Aprilhälfte für Frühlaicher und Mitte Mai für Spätlaicher (regionale Abweichungen sind zu beachten). Die eDNA-Mengen im Wasser sinken schnell, wenn eine Art das Gewässer verlässt. eDNA bleibt im Wasser etwa zwei bis drei Wochen lang nachweisbar. Eine Art kann also nur dann im Gewässer nachgewiesen werden, wenn sie darin aktuell präsent ist oder (bis vor kurzem) war. Umgekehrt ist es so, dass sich die eDNA-Konzentration rasch aufbaut, wenn eine Art ins Gewässer kommt. Dies bedeutet einerseits, dass ein Nachweis zeigt, dass eine Art zum Zeitpunkt der Probennahme im Gewässer vorkommt. Andererseits verlangt diese Beobachtung, dass Wasserproben zwingend während der Aktivitätsperiode der jeweiligen Zielarten gesammelt werden.
• Auch mit eDNA weist man die Zielart oder die Zielarten nicht immer nach, obwohl diese vorkommt; sogenannte "falschnegative"-Befunde (Schmidt u. Grünig 2017). Die Nachweisbarkeit einer Art dürfte auch im Fall von eDNA von der Populationsgrösse abhängen; dazu gibt es aber noch kaum wissenschaftliche Studien. Anzunehmen ist, dass sehr kleine Populationen schlecht nachgewiesen werden.
• Nach Rees et al. (2014) weist die Anwendung der eDNA beim Kammmolch vergleichbare Nachweiswahrscheinlichkeiten auf wie die unter Pkt. 1.1.1 beschriebenen herkömmlichen Erfassungsmethoden.
• Abundanzen können mit dieser Methode aktuell nicht bzw. nur sehr grob abgeschätzt werden (Thomsen et al. 2012). Ebenso wenig können Hinweise auf Reproduktion abgeleitet werden. Angaben zu Alter, Größe oder Gesundheitszustand kann eDNA bei Amphibien nicht liefern. Sofern für ein Monitoring derartige Merkmale wichtig sind, sollte eDNA nur ergänzend eingesetzt werden (Schmidt u. Grünig 2017).
• Weiterhin zu beachten: Zusätzliche Kosten für Laboranalyse. Desinfektion der Kleidung und Schuhe entsprechend Hygieneprotokoll (vgl. Uni Trier u. LANUV 2021) zwecks Vermeidung der Verbreitung/Verschleppung von möglichen Krankheitserregern (Chrytridpilz, Ranavirus) in andere Gewässer.

Literatur

• Arnal et al. (2019): Methodik eDNA Amphibien Feldprobenahme. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; IC Infraconsult AG Bern; Info fauna _ karch Neuchatel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher Bregenz. http://arnal.ch/media/files/methodik_edna_2019_190122_d.pdf 12pp.
• Bodingbauer, S. u. M. Schlüppmann (2020): Die Beutelboxreuse – eine neue Wasserfalle zur Amphibienerfassung im Methodenvergleich nebst Empfehlungen zur standardisierten Erfassung des Kammmolches (Triturus cristatus) – Rana Heft 21; 92 -121.
• Herder, J.; Valentini, A. Bellemain, E. Dejean, T; van Delft, J.; Thomsen, F u. P. Taberlet (2014): environmental DNAa review of the possible applications for the detection of (invasive) species. 112 p. - http://www.environmental-dna.nl/Portals/7/Herder%20et%20al%202014%20-%20Environmental%20DNA%20review.pdf
• Hessisches Ministerium für Umwelt, ländlicher Raum und Verbraucherschutz – Abteilung Forsten und Naturschutz (HMULV 2006, Hrsg): Natura 2000. Die Situation der Amphibien der Anhänge II und IV der FFH-Richtlinie in Hessen, zusammengestellt von C. Geske, 158 S., Wiesbaden.
• Kronshage, A., Schlüpmann, M., Beckmann, C., Weddeling, K., Geiger, A., Haacks, M. u. Böll, S. (2014): Empfehlungen zum Einsatz von Wasserfallen bei Amphibienerfassungen. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 293 – 358.
• Kupfer, A. u. Von Bülow, B (2011): 3.3 Kammmolch – Triturus cristatus. In: Arbeitskreis Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalen (Hrsg.): Handbuch der Amphibien und Reptilien Nordrhein-Westfalens. – Bielefeld (Laurenti), 375-406.
• LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2010: FFH-Arten und Europäische Vogelarten; Online unter http://www.naturschutzinformationen-nrw.de/ffh-arten/de/arten/gruppe/amph_rept/liste, Abruf Februar 2014.
• Microsynth et al. (2018): Interpretationshilfe Amphibiennachweis mittels eDNA. ARNAL, Büro für Natur und Landschaft AG Herisau, Salzburg; C Infraconsult AG Bern; Info fauna / karch Neuchâtel; Kaden u. Partner AG Frauenfeld; Naturschutz und Feldherpetologie Peyer Ottenbach; Quadra GmbH Zürich; UMG Umweltbüro Grabher. http://arnal.ch/media/files/interpretationshilfe_edna_2019_190122_d.pdf. 7pp.
• Rees, H. C., K. Bishop, D. J. Middleditch, J. R. M. Patmore, B. C. Maddison u. K. C. Gough (2014): The application of eDNA for monitoring of the Great Crested Newt in the UK. – Ecology and Evolution 4: 4023–4032.
• Schlüpmann, M. (2009): Wasserfallen als effektives Hilfsmittel zur Bestandsaufnahme von Amphibien – Bau, Handhabung, Einsatzmöglichkeiten und Fängigkeit. S. 257–290 in: Hachtel, M.; Schlüpmann, M.; Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie Supplement 15.
• Schlüpmann, M. (2014): Untersuchungen und Monitoring von Amphibien mit Wasserfallen aus einfachen Mitteln. In: Kronshage, A. u. D. Glandt (Hrsg.): Wasserfallen für Amphibien – praktische Anwendung im Artenmonitoring. – Abhandlungen aus dem Westfälischen Museum für Naturkunde 77: 117 - 160.
• Schlüpmann, M. u. Kupfer, A. (2009): Methoden der Amphibienerfassung – eine Übersicht. S. 7-84 in: Hachtel, M., Schlüpmann, M., Thiesmeier, B. u. Weddeling, K. (Hrsg.): Methoden der Feldherpetologie. – Zeitschrift für Feldherpetologie, Supplement 15.
• Schmidt, B.R., u. C.R. Grünig (2017): Einsatz von eDNA im Amphibien-Monitoring. - WSL-Berichte (Forum des Wissens) 60: 57-62.
• Schmidt, B.R., u. S. Ursenbacher (2015): Umwelt-DNA als neue Methode zum Artnachweis in Gewässern. - Zeitschrift für Feldherpetologie 22: 1-10.
• Simon, B. (2015): Geländearbeit und Datenbeschaffung. IN: Grosse, W.-R. et al. (2015): Die Lurche und Kriechtiere des Landes Sachsen-Anhalt unter besonderer Berücksichtigung der Arten der Anhänge der Fauna-Flora-Habitat-Richtlinie sowie der kennzeichnenden Arten der Fauna-Flora-Habitat-Lebensraumtypen – Berichte des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt 4: 119-142.
• Thomsen, P.F.; Kielgast, J.; Iversen, L.L.; Wiuf, C.; Rasmussen, M.; Gilbert, M.T.P.; Orlando, L.; Willerslev, E. (2012): Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA. Mol. Ecol. 21: 2565–2573.
• Universität Trier u. LANUV (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen) 2021: Hygieneprotokoll zur Verhinderung der Übertragung von Krankheitserregern (v.a. Batrachochytrium salamandrivorans, B. dendrobatidis, Ranavirus) zwischen Amphibienpopulationen. https://www.lanuv.nrw.de/fileadmin/lanuv/natur/hygieneprotokoll/Hygieneprotokoll.pdf