Große Moosjungfer  (Leucorrhinia pectoralis (Charp.,1825))

Erfassung an artspezifisch geeigneten Gewässern wenn möglich durch Exuviensuche, ansonsten durch Sichtbeobachtung oder Kescherfang von Imagines (Kescherfang bei ausgefärbten Männchen in der Regel wegen eindeutiger Erkennung nicht notwendig). Die Uferabschnitte sollen bei kleinen Gewässern komplett, ansonsten auf repräsentativen Abschnitten mit einer Mindestlänge von je 10m (Mauersberger u. Petzod 2001: 342) bis 20m (Schnitter et al. 2006: 135) untersucht werden. Ggf. ist die Erfassung vom Boot aus durchzuführen. Nordrhein-Westfalen liegt im Bereich des westlichen Arealrandes von Leucorrhinia pectoralis. Vorkommen der Art sind zumeist individuenarm, unstete und bodenständige Nachweise oftmals nur mit großem Aufwand zu erbringen. Individuenstarke Vorkommen treten auf (Menke u. Olthoff 2009), sind aber ggf. auf Einflüge der Art zurückzuführen. Es wird empfohlen, vor der Kartierung Rücksprache mit dem Arbeitskreis Libellen NRW (http://www.ak-libellen-nrw.de/) zu halten (Überblick zu aktuellen Vorkommen in NRW, Vermittlung von Gebietskennern, Klärung der Möglichkeit der Durchführung der „environmental-DNA“ – Beprobung (Dejean et al. 2011, Ficetola et al. 2008, Herder et al. 2013), bei die Anwesenheit der Art anhand von DNA-Spuren im Gewässer nachgewiesen wird).

• Wenn eine Exuviensuche möglich ist: 5 Begehungen zwischen Ende April und Ende Mai im Abstand von ca. 5 Tagen und 1 Begehung in der Hauptflugzeit von Ende Mai bis Mitte Juli bei günstigen Witterungsbedingungen.
• Wenn eine Exuviensuche nicht möglich oder sinnvoll ist (s. u.): 3 Termine in der Hauptflugzeit von Ende Mai bis Mitte Juli (insbesondere 20.5. bis 20.6.), wobei dann die geringere Aussagekraft zur Bodenständigkeit zu berücksichtigen ist. Die Begehungen sollen bei günstigen Witterungsbedingungen stattfinden. Abstand der einzelnen Termine zueinander ca. 10 Tage (Mauersberger u. Petzold 2001: 343, Schnitter et al. 2006: 135); bei günstigen Witterungsbedingungen auch kürzerer Abstand, bei ungünstigen längerer Abstand.
• Ggf. ist eine witterungsabhängige Anpassung der Kartiertermine erforderlich.

• Exuviensuche: günstig ist eine Suche am Morgen nach längerer Schönwetterperiode (starker Regen spült die Exuvien ab).
• Imaginalerfassung: später Vormittag bis später Nachmittag (LANUV 2010b), ca. 10 bis 17 Uhr, optimal 11 bis 16 Uhr mitteleuropäische Sommerzeit (Albrecht et al. 2013, Anhang L1). Kein Regen, Wind nicht stärker als Stufe 4 Beaufort-Skala, mindestens 20 °C (optimal grösser 25°C), sonnig.

• Angabe der Nachweise in absoluten Zahlen getrennt nach Imagines und Exuvien (bei Abschnittsbildung der Gewässer auch getrennt nach den Abschnitten).
• Angabe von beobachtetem Fortpflanzungsverhalten (Kopula, Eiablage etc.) zur Beurteilung der Bodenständigkeit.
• Abgrenzung von für die Fortpflanzung essenzieller Uferabschnitte und Strukturen (Vegetation, Gewässermorphologie, Substrate, Strömung, etc.) (Albrecht et al. 2013 Anhang L1).
• Potenzielles Fortpflanzungsgewässer: Nachweise von Imagines an artspezifisch geeigneten Gewässern.
• Nachgewiesenes Fortpflanzungsgewässer: Nachweis zusätzlich von Eiablage, frisch geschlüpften Tieren oder Exuvienfunde.

• Die Männchen sind sehr standorttreu (LANUV 2010b).
• Die Exuvien der Moosjungfern können nur während weniger Tage nach dem Schlupf gesammelt werden (leichte Vergänglichkeit: Mauersberger u. Petzold 2001: 342).
• Die Exuviensuche kann bei Moosjungfern mit Schwierigkeiten verbunden sein, wenn diese in Schwingdecken oder an Röhrichthalmen hängen, die (ohne große Schäden an der Vegetation zu verursachen) weder zu Fuß noch per Boot erreichbar sind. Ein Brutgewässer kann daher oft nicht vollständig abgesammelt werden. Die Untersuchungen sind daher unter Beachtung möglicher Zielkonflikte (Schutz von Biotopen und anderen Arten) durchzuführen. Ggf. ist dann eine Erfassung von Imagines sinnvoller.
• Begehungen sind auch in der Hauptflugphase Ende Mai bis Anfang Juli (insbesondere 20.5. bis 20.6.) möglich („Imaginalstichprobe“: Mauersberger u. Petzold 2001 S. 343), wobei dann die geringere Aussagekraft (Bewertung von Imagines allen erlaubt in der Regel keine sichere Bewertung der Bodenständigkeit, Schnitter et al. 2006: 137) zu beachten ist.
• Im Zusammenhang mit hochinfektiösen Amphibienkrankheiten (Ranaviren, Chytridiomykose) sind bei Wechsel zwischen Gewässern die Regelungen des "Hygieneprotokolls" zur Reinigung von Schuhen und Kartiergeräten einzuhalten (gründliche Reinigung mit Wasser, Desinfizierung, Trocknung, Details in Uni Trier u. LANUV 2021). Hintergrundinformationen sowie das Hygieneprotokoll des LANUV finden sich unter: https://www.lanuv.nrw.de/natur/artenschutz/amphibienkrankheiten/

• Erfassung an artspezifisch geeigneten Gewässern durch Umwelt-DNA-Analyse (eDNA). Diese Methode ist v.a. dann eine sinnvolle Ergänzung zu den o.g. Methoden, wenn ein Vorkommen möglich, bislang aber nicht nachgewiesen ist und wenn zur Beantwortung der Fragestellung der Artnachweis (Präsenz) ausreichend ist. Die Nachweiswahrscheinlichkeit dieser Methode liegt bei der Großen Mossjungfer bei mehr als 75 Prozent (vgl. Herder et al. 2013, Thomsen et al. 2012). Bei Fragestellungen, die semiquantitative Angaben benötigen (Nachweis erfolgreicher Reproduktion, Schätzung der Besiedlungsdichte / Populationsgröße) sind i.d.R. die o. g. Standarderfassungsmethoden anzuwenden.
• Folgende Angaben stellen eine Zusammenfassung der wichtigsten Eckpunkte für die Beprobung dar. (Eine ins Detail gehende Beschreibung der Vorgehensweise bei der Gewässerbeprobung, der benötigten Utensilien (Materialliste), der Vorgehensweise bei Lagerung und Versand der Proben sowie Angaben zu Desinfektion und Reinigung kann u.a. Arnal 2019 entnommen werden.)
• Wasserprobennahme in vorbereitete Sampling Submission Forms (SSF).
• Eine Mischprobe / Gewässer, Anzahl der (Teil-)Proben abhängig von Gewässergröße
  • kleiner 50 m² = 3-5 Probenahmestellen
  • 50 – 500 m² = 6-10 Probenahmestellen
  • mehr als 500 m² = 11-20 Probenahmestellen
• Bei einem Gewässer-Komplex können, abhängig von der Fragestellung, entweder Laborproben für jedes einzelne Gewässer oder eine Mischprobe für den gesamten Komplex gesammelt werden (vgl. Arnal 2019).
• Desinfektion und Reinigung der Probenahmewerkzeuge entsprechend Arnal (2019) nach jeder (Teil-)Probenahme zur Vermeidung von DNA-Kontaminationen bzw. Verschleppung und zur Vermeidung von Krankheitsübertragung analog zum "Hygieneprotokoll" (Uni Trier u. LANUV 2021).

• Eine Begehung/Beprobung.
• Die eDNA bleibt im Wasser etwa zwei bis drei Wochen lang nachweisbar. Daher soll der Erhebungszeitpunkt während der Aufenthaltszeit der Larven im Gewässer stattfinden. Als günstig wird der Zeitraum von Ende März bis Anfang April (d. h. vor der Hauptschlupfphase) angesehen.
• Witterung und Tageszeit spielen bei der Probenahme keine Rolle.

• Unterschieden werden bei der Analyse der Daten, abhängig von der Menge an erfasster Art-DNA (Anzahl "reads"): kein Nachweis, unsicherer Nachweis, sicherer Nachweis.
• Die Nachweiswahrscheinlichkeit (vgl. Schmidt u. Grünig 2017) ist u.a. abhängig von:
  • der Anzahl der Individuen im Gewässer
  • der Verteilung der Individuen im Gewässer
  • der eDNA Ausscheiderate der Art
• Qualitative Nachweismethode (reiner Artnachweis); bei hoher DNA-Konzentration ist entweder die Dichte der Tiere hoch oder aber die Probe wurde in unmittelbarer Nähe eines Tieres entnommen.
• Weitere Angaben zur Bewertung / Interpretation der Ergebnisse s. Microsynth et al. (2018).

• Abundanzen können mit dieser Methode nicht bzw. nur sehr grob abgeschätzt werden (Thomsen et al. 2012). Angaben zu Alter, Größe oder Gesundheitszustand kann eDNA bei Libellen nicht liefern.
• Es entstehen zusätzliche Kosten für die Laboranalyse jeder Probe.